In this page, we are going to highlight the main proposals and models that have shaped the current model of the cell membrane that is described in cell biology books. The cell as an entity has no meaning without membranes. They set the limits of the cell and its intracellular organelles. Furthermore, many cellular functions are carry out by membranes. However, cell theory was proposed without being aware of the existence of membranes. Only at the beginning of the 20th century, membranes were regarded as necessary for the cell. In fact, the concept of cell membrane was not very popular until the early 20th century.
Initially, the word "membrane" was used for naming the plant cell wall together with the peripheral cytoplasm, which were difficult to observe by using seventeenth and eighteenth century microscopes. An important breakthrough was done when researchers realized that cell wall could be removed from the rest of the cell. Thus, plant cells do not need the cell wall to be alive. This observation was also important to bring animal and plant cells to the same level.
The discovery of the cell membrane structure, that is, how molecules are arranged, have run in parallel with the discovery of the molecular components, their properties, as well as the technical advances of electron microscopy and laboratory experiments (Figure 1). At the beginning, it was thought that cells were delimited by a layer of unknown features, which described as the limit of the protoplasm. The first serious suggestion about membrane composition was made by C.E. Overton in 1895 (Figure 2). He posed that the exchange of molecules between plant cells and the environment does not depend on the cell wall, and also observed that lipids enter the cells more easily than charged molecules. Therefore, he claimed that there is a cellular limiting barrier, or coat, made of lipids. He even suggested that this barrier was composed of cholesterol and other lipids. The cellular lipid barrier was first mentioned around 1880, but C.E. Overton's studies showed consistent support. I. Langmuir observed that amphipathic lipids, which have a hydrophilic head and fatty acid chains, form a monolayer on the surface of water: the head in contact with the water and fatty acids outside the water. Thus, they are arranged as a lipidic monolayer (Figure 2). This was an important idea for later models of the cell membrane because amphipathic lipids such as glycerophospholipids and sphingolipids are the main components of cell membranes. Back then, the outcomes of electrophysiology studies on neuronal axons showed that cells have ions and electrochemical gradients exist thanks to cellular semipermeable "envelopes". These "envelopes" can be crossed by ions in a regulated manner.
Around 1925, E. Gorter y F. Grendel wanted to know how many lipids an erythrocyte has. They found that lipids extracted from erythocytes, which have no other membrane but plasma membrane, formed a monolayer in the water surface with an area two times larger that the estimated surface of the erythrocyte. They concluded that there were double area of lipids as a monolayer that the surface of the erythrocyte, that is a 1:2 ratio. It looks like they made many errors during the experiment, by luckily enough, some errors compensated other errors. More precise studies found later a relation of 1:1.3. This 0.7 is because of the transmembrane proteins of the erythrocyte plasma membrane. At that time, researchers were not aware of the existence of these proteins.
Anyway, the results they got led them to propose that lipids were organized as a bilayer (Figure 2) on the surface of the erythrocyte, with the heads toward the water, either extracellular or intracellular, whereas the fatty acids remained in the interior of the membrane, protected from the water environment. They had just described the bilayer model of cell membranes, which explained many chemical features, and at the same time it was a stable molecular organization according to the thermodynamic laws. The model agreed with the thickness of cell membranes (4 nm) estimated by H. Fricke in 1920-1930, by studying membrane capacitance. This lipidic bilayer model was the base for later adjustments and models of the cell membrane organization.
In the 1930s, new observations provided deeper insight on the physical properties of membranes, like surface tension, permeability and electrical resistance. It came out that the results could not be explained just by a lipid bilayer. For instance, it was found that some molecules could cross cell membranes more easily than expected according to their chemical nature, so they must had some kind of help. Proteins were introduced as part of the membranes to explain these apparently odd results. H. Davdson and J.F. Danielli proposed a trilaminar model of the cell membrane by adding proteins to the lipid bilayer (Figure 2). They thought that proteins were covering both surfaces of the lipid bilayer, but fulfilling the thermodynamic laws at the same time.
Nobody was able to be sure about how cell membranes were organized until they were visualized with the electron microscope, which happened in the 1950s. The trilaminar model of Davson and Danielli was supported by transmission electron microscopy images. Although electron microscopy was used around 1930, sharp images of cells were not obtained until the 1950s. During the following decades, images of membranes in transverse view were clearly visualized having three lines: dark, light and dark. This dark-light-dark pattern was observed in every cell membrane and every cell type. Thus, it was called the unit membrane, considered as a universal organization for all cell membranes. The thickness of the membrane was measured: 6–8 nm. J. D. Robertson (1960) suggested that the two dark lines corresponded with proteins associated to the surfaces of the membrane (hydrophilic surfaces) and the light line with the lipid fatty acids. However, when artificial membranes were assembled and observed with the electron microscope, the same characteristic dark-light-dark pattern was visualized, even if there were no proteins. Davson and Danielli's model, which was popular until the 1960s, coexisted with other models. These models changed a bit the position of lipids and proteins, but proteins were always covering the surface of the membrane. However, they did not convincingly explain how ions and other charged molecules could cross the cell membranes.
In 1966, Green and Benson were studying mitochondrial liposomes. They could extract portions of lipids and proteins together, as units, and suggested that some globular proteins could be dissolved in lipids. By that time, it was also suggested that some proteins could extend across the membrane thickness working as channels. These results were obtained thanks to advanced laboratory techniques that allowed the separation of different types of membranes. Thus, components of each membrane could be studied separately. Researchers realized that membranes were rather diverse regarding their molecular composition. For example, the percentage of proteins could range from 50 % to 80 %. On the other hand, many proteins were rather insoluble in water so that it was difficult to explain the peripheral location. That is, membranes had many proteins and it was quite improbable that all of them were peripheral. Many proteins were therefore part of the inner region of membranes with hydrophobic amino acid chains inserted among the fatty acid chains, and hydrophilic portions on the surfaces of the membrane. Since 1945, the view of proteins extending across the membrane thickness was benefited from the studies with ions. From these experiments, it was suggested that the generation and maintenance of ion gradients across the membranes were due to protein pumps that moved ions from one side to the other of the membrane, with energy consumption. Around 1965, it was found that ATPases were associated to membranes. These protein complexes use ions to produce ATP, so they have to be transmembrane proteins. There were other issues, such as why some sugars are more easily incorporated into the cells than others? Why was the incorporation of molecules to the cell saturated? These questions could be answer if transmembrane proteins were considered.
During the 1970s, two lines of research showed evidences of transmembrane proteins. One was the development of the scanning electron microscopy. In 1963, Moor and Mühlethaller developed the cryofracture technique for electron microscopy. A few years later, some structures were observed in the interior of membranes, and they can not be anything else but proteins. The other line was molecular studies. In 1996, some studies showed that no all membrane proteins were globular. Instead, some could have more elongated 3D structures that make them suitable to be inserted in the membranes. Two domains of the same molecule could be distinguished, one was intracellular and the other was extracellular. This fact could only be explained if the molecule was stretched the whole plasma membrane width.
In 1972, S.J. Singer and G. Nicolson (Science 175: 720-731) gathered the results published during the previous decade: the flip-flop movement was very rare for lipids, and almost notexistence for proteins, the lateral diffusion was common for lipids and proteins, membrane were semipermeable, both globular and transmembrane protein may contain alpha helix amino acid chains, the phase transition of membranes, and the influence of lipids in the activity of some enzymes. Singer and Nicolson fitted all these data in the fluid mosaic model of cell membrane (Figures 2 and 3; see Figure 1 of Nicolson 2014). One of the major strengths of the model is that it is based on thermodynamic laws, electro-chemical interactions between molecules, to explain the organization of membranes. It means that the model not only is explaining the membrane organization, but also can predict membrane properties. In the model, membranes are constituted by proteins embedded in a lipid bilayer. That is why the model contains the word mosaic. Thus, proteins are incorporated into the bilayer and have intracellular and extracellular domains. This is crucial because proteins can establish communication gateways between intracellular and extracellular environments in several ways: forming hydrophilic channels, working as transporters that bypass the fatty acid chain barrier, or as receptors that transmit information through structural conformational changes after an appropriated signal is recognized. Peripheral proteins, which can be associated with the membrane surface by electrical forces or can be chemically linked to some membrane molecules, were included in the model. Singer and Nicolson suggested that lipid-protein interactions could influence the function of membranes (and therefore cells). Another conceptual breakthrough was the membrane fluidity, a property that had been glimpsed in previous studies. H. M. McConell and D. Chapman performed magnetic resonance experiments and showed that both lipids and proteins were not motionless, but could move laterally within the bilayer by diffusion. Therefore, the membrane became a dynamic and malleable structure. In addition, in these experiments, membrane was suggested being asymmetric, meaning that the cytosolic monolayer had different composition than the outer monolayer. The fluid mosaic model explains many experimental results coming from more current techniques. For example, selective labeling of molecules and real-time tracking of their movements with fluorescence microscopes have allowed the study the behavior of single molecules in membranes under more or less physiological environments. It has been proven that molecules can move laterally in membranes, and that they are not usually in fixed positions. Quantitative spectroscopy has also supported that movements are mostly lateral, that is, movements as if molecules were floating in the lipid bilayer. However, changes from one monolayer to the other (flip-flop movements) are very infrequent. Currently, the fluid mosaic model has been adjusted to explain new experimental data. It turns out that a major feature of membranes is lateral heterogeneity (Figure 3). Thus, after in vivo and in vitro single molecule tracking, it has been found that molecules do not show completely random movements, that is, movements are constrained. These restrictions are clearly observed for proteins. Recently, restrictions on lipids have also been found, mainly affecting sphingolipids and cholesterol. Thus, although cell membranes behave according to the fluid mosaic model, where molecules diffuse laterally and freely, the movements may be subjected to some restrictions. These restrictions can be physico-chemical interactions between membrane molecules, interactions with the cytoskeleton and extracellular matrix, and restrictions depending on the physical properties of the membrane itself, mainly thickness and bending. All these constrains work together to render a non-homogeneous membrane where some types of molecules are grouped in regions that form the so-called membrane domains. Each domain has a differential molecular composition that can carry out specific functions. Hence, the current view of cell membranes is based on the fluid mosaic model, but the fluidity feature does not lead to a chemical homogeneity but to a set of domains distributed through the whole membrane extension. These domains are very plastic structures and the position, the number, the size (about nanometers) may change in short time periods, depending on the functional needs of the cell. They can also appear and disappear. Paradoxically, fluidity favors the formation and dynamic of these domains.
New studies and more advanced techniques will probably provide new data for redrawing membranes in a different way as they appear in the current textbooks. Some new proposals are on the table.
More proteins. In the current membrane drawings, proteins are scarce and scattered among lipids. However, membranes are full of proteins which are interacting between each other. On average, membrane have about 50 % of proteins (in weight). It is estimated that the ratio protein/lipid is 1/40 (in molecules). Due to the small size of lipids, it is though that there is a distance of about 2 nm between proteins. Actually, membrane proteins may aggregate in large molecular complexes. The interactions of these complexes with the cytoskeleton, extracellular matrix, and between each other, may constitute a scaffolding for the membrane itself.
Irregular thickness. It can be guessed that evolution found the way to get membranes where lipid fatty acids (from the two monolayers) fit perfectly well with the length of the hydrophobic domains of transmembrane proteins, but this is not the case. There are transmembrane proteins with hydrophobic regions of different lengths. The protein hydrophobic domains are isolated from the water environment by lipids with appropriated fatty acid lengths. Therefore, proteins with long hydrophobic domains are surrounded by lipids with long fatty acid chains. It means that there are regions in the same membrane with different thickness (Figure 4).
Asymmetrical surfaces. Atomic force microscopes can be used to study the surface of membranes at nanometer resolution range, even with free moving molecules. Interesting data has been got after studying the erythrocyte membrane with this type of microscope. For example, the outer surface is quite smooth, which means that neither the glycocalix nor proteins protrude much from the hydrophilic lipid heads. Therefore, the outer surface would be a thin hydrophilic layer made up of lipid heads, extracellular protein domains and carbohydrates. However, the inner surface is much irregular, which may be caused by the intracellular protein domains (Figure 5).
A similar methodology in eukaryote cells has revealed that proteins are really abundant and occupy most of the surface of the plasma membrane. The extracellular domains of proteins are about 4 nm above the heads of the lipids. There are so many proteins and so packed that they form a highly homogeneous cell surface, as an external protective barrier basically composed of proteins. Areas rich in cholesterol can be detected and sugars seem to concentrate in microdomains on the extracellular surface. Transmembrane proteins are asymmetrically placed in the plasma membrane, with a much larger domain in the cytosol. In fact, the cytosolic domain of transmembrane proteins extends about 10 to 12 nm from the lipid heads. Associated cytosolic proteins are concentrated in microdomains enriched in cholesterol. These microdomains are separated about 13 to 105 nm from each other, and are about 53 nm in size. Knowing that the lipid bilayer is about 4 nm thick, the total plasma membrane thickness is about 20 nm (Figure 6). Furthermore, transmembrane proteins are usually associated in groups. These groups may work as platforms that boost molecular interactions and, therefore, increase the signal transduction efficiency.
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Sin embargo, la formulación de la teoría celular se hizo sin conocimiento de la existencia de las membranas y sólo fue considerada necesaria en el siglo XX. De hecho, el concepto de membrana no fue muy popular hasta principios del siglo XX. Inicialmente se llamó membrana a las paredes celulares más la porción citoplasmática adherida a ellas, que se obervaba con dificultad con los microscopios de los siglos XVII y XVIII. Un paso importante para eliminar esa ambigüedad fue la posibilidad de que las células vegetales podían separarse de su “membrana” o pared celular. Por tanto la célula no dependía de la pared celular. Esto fue un avance importante también para poner en el mismo plano a las células animales y vegetales. La estructura de la membrana celular, es decir, cómo se organizan las moléculas que la componen, ha ido en paralelo con el descubrimiento de dichas moléculas y sus propiedades, así como con el avance de los aparatos como el microscopio electrónico y de las técnicas experimentales en los laboratorios (Figura 1). Inicialmente se pensaba que las células estaban delimitadas por una capa terminal de características desconocidas, que se describía como un límite del protoplasma. La primera propuesta sobre la composición de la membrana fue hecha por C.E. Overton en 1895 (Figura 2). Propuso que el trasiego de moléculas entre la célula y su entorno no dependía de la pared celular. Observó que las moléculas de naturaleza lipídica entraban más fácilmente en las células que las hidrofílicas por lo que intuyó que debía existir una barrera o cubierta lipídica delimitando a la célula. Incluso llegó a proponer que estaba compuesta por colesterol y otros lípidos. C.E. Overton no fue el primero en sugerir que había un límite lipídico en la célula, ya se había mencionado hacia 1880, pero sus trabajos fueron más contundentes. Más tarde, I. Langmuir descubrió que los lípidos anfipáticos, con una parte hidrófoba y otra hidrofílica, se disponían en las superficies acuosas formando monocapas con las cabezas polares hacia la parte acuosa y la parte hidrófoba fuera del agua. Es decir, formaban una membrana de una capa de lípidos (Figura 2). Esta idea fue importante para interpretaciones posteriores de la membrana celular puesto que la célula poseía estos lípidos anfipáticos en forma de glicerofoslípidos y esfingolípidos. Otras líneas de investigación como la electrofisiología habían llegado a la conclusión de los axones de las células poseían electrolitos y podían crear gradientes gracias a envueltas semipermeables que podían cruzarse de manera regulada. En torno a 1925, E. Gorter y F. Grendel, querían saber cuántos lípidos había en los eritrocitos. Se encontró que los lípidos extraídos de la membrana de los glóbulos rojos, los cuales sólo tienen la membrana plasmática, formaban una monocapa en la superficie de soluciones acuosas con un área que era el doble de la superficie estimada de la membrana del propio glóbulo rojo (Figura 2). Parece ser que se cometieron muchos errores cuantitativos en estos experimentos, pero, por suerte, unos compensaron a otros. Ellos encontraron una relación superficie eritrocito: superficie de lípidos extendidos de 1:2. En realidad, estudios más tardíos y precisos dan una relación de 1:1,3. Ese 0,7 que falta es debido a las proteínas, que por aquel entonces no sabía que debían incorporarse en las membranas. De cualquier manera, el resultado que ellos obtuvieron les llevó a proponer que los glicerofosfolípidos se organizaban formando una bicapa lipídica con las cabezas polares hacia la solución acuosa, intracelular y extracelular, respectivamente, mientras que sus partes hidrófobas quedaban recluidas en su interior, a salvo del ambiente acuoso. Habían propuesto el modelo de bicapa lipídica de la membrana celular que explicaba tanto sus características físicas como químicas, y que además era termodinámicamente favorecida (Figura 2). Esta disposición se ajustaba más o menos al grosor de la membrana de 4 nm, estimado por H. Fricke en 1920-1930 tras medir la capacitancia de la membrana. Este modelo de bicapa lipídica fue la base para futuros ajustes y reformulaciones de organización de la membrana celular. En la década de 1930 nuevos experimentos aportaron datos acerca de las propiedades mecánicas de las membranas, los cuales no podían ser explicados simplemente con la participación de los lípidos. Éstos incluían tensión superficial, permeabilidad de solutos y resistencia eléctrica. Por ejemplo, encontraron que algunas moléculas podían cruzar las membranas más fácilmente de lo esperado por sus características químicas, lo cual implicaba que tenían algún tipo de ayuda. Así que se introdujo a las proteínas como parte de las membranas y como responsables de esos nuevos datos experimentales. H. Davdson y J.F. Danielli propusieron un modelo trilaminar de la membrana incorporando a las proteínas a la bicapa lipídica. Colocaron a las proteínas recubriendo la bicapa lipídica, es decir, tapizando ambas superficies, intentando que cumplieran las leyes termodinámicas (Figura 2). Hasta que se pudieron observar las primeras muestras biológicas con el microscopio electrónico nadie pudo asegurar como estaba estructurada la membrana celular. Esto ocurrió en los años 1950. El modelo trilaminar de Davdson y Danielli se vio reforzado por las imágenes de microscopía electrónica. Aunque el microscopio electrónico apareción hacia 1930, no fue hasta 1950 que se pudieron observar membranas con nitidez. En los años 50, 60 y 70 del siglo pasado, se consiguieron imágenes de membranas cortadas transversalmente en las cuales aparecían tres líneas: dos líneas oscuras, separadas por una zona clara. Esta imagen se observó en todas las membranas de la célula y en todas las células estudiadas. Por ello, a esta organización oscuro-claro-oscuro se le denominó unidad de membrana, y se consideró universal para cualquier membrana celular. En esta época se midió el espesor de la membrana, 6-8 nm y J.D. Robertson (1960) propuso que la zonas oscuras correspondían a las proteínas y partes hidrofílicas y la zona central clara a las cadenas de lípidos. Cuando se sintetizaron membranas artificiales y se vieron con el microscopio electrónico se comprobó que también poseían la unidad de membrana, incluso sin proteínas. El modelo de Davson y Danielli, que fue popular hasta los años 60 del siglo pasado. coexistió con otros en los que los lípidos y proteínas se colocaban en diferente disposición pero siempre proteínas cubriendo la superficie de la membrana. A pesar de ello no se explicaba muy bien como los iones y otras moléculas cargadas podían cruzar la membrana. En 1966, Green y Benson, trabajando con liposomas de mitocondrias, descubrieron que se podían extraer trozos, subunidades, de membranas con lípidos y proteínas, luego sugirieron que los lípidos podían ser solventes de proteínas globulares. En esos mismos años también se propuso que algunas proteínas podrían incluso cruzar la membrana actuando como poros. Esto fue debido a que a medida que mejoraron las técnicas de separación de tipos de membrana se pudieron estudiar por separado sus composiciones químicas y se comprobó que era muy variable. Por ejemplo, había membranas con una tasa de lípidos respecto a las proteínas que podía variar desde el 50% al 80%. Por otro lado, muchas proteínas de membrana eran muy insolubles por lo que no se explicaba que fueran sólo periféricas en medio acuoso. Es decir, en las membranas había muchas proteínas y éstas no era probable que fueran sólo periféricas, sino que deberían formar parte de la membrana con las porciones de sus cadenas con aminoácidos localizadas entre las cadenas de ácidos grasos y otras porciones hidrofílicas saliendo por ambos lados de la membrana. Además, desde 1945, la integración de las proteínas en la bicapa lipídica se benefició de los estudios de iones en los que se propuso que el mantenimiento de diferentes concentraciones de éstos a ambos lados de la membrana era debida a una posible bomba que los propulsaba con consumo de energía. Hacia 1965 se encontró que las ATPasas estaban asociadas a las membranas. Estas proteínas usaban ATP para mover iones, luego debían ser transmembrana. Había otros problemas. ¿por qué unos azúcares se se incorporaban a la células mejor que otros?¿Por qué se saturaba el proceso de incorporación? Una posibilidad era la existencia de proteínas transmembrana. En la década de los 70 del siglo pasado dos líneas de investigación mostraron evidencias de que había proteínas insertadas en las membranas. Una era el desarrollo de la microscopía electrónica de barrido. En 1963, Moor y Mühlethaller desarrollaron la técnica de criofractura para el microscopio electrónico. Y unos años más tarde se observó en el interior de las membranas unas estructuras globulares que no podían ser más que proteínas. La otra eran los estudios moleculares. En 1966 algunos trabajos indicaron que las proteínas no eran globulares, sino que podrían tener disposiciones más alargadas y que podrían insertarse en las membranas. Se podían distinguir dos dominios de la misma molécula, uno era intracelular y el otro extracelular, lo que sólo podía explicarse si dicha molécula atravesaba completamente la membrana plasmática. En 1972, S.J. Singer y G. Nicolson (Science 175: 720-731), recogieron la información acumulada en la década anterior: movimiento flip-flop limitado de lípidos y nulo para las proteínas, difusión lateral de las moléculas, barrera permeable, proteínas con estructuras en alfa hélice, globulares y transmembrana, transiciones de fase de la membrana, y la necesidad que algunas enzimas tenían de los lípidos para su actividad. Con todo ello propusieron el modelo de mosaico fluido de membrana (Figuras 2 y 3) para incorporar todos estos datos nuevos (ver Figura 1 de Nicolson 2014). Uno de sus grandes ventajas era que recurría a la termodinámica, fuerzas electro-químicas, para explicar la organización de la membrana. Esto suponía que no sólo explicaba sino que predecía las propiedades de la membrana. Propusieron que las membranas están formadas por proteínas embebidas en una bicapa lipídica (de ahí la palabra mosaico). Las proteínas se incorporan a la bicapa y tienen dominios intra y extracelulares. Esto es importante porque establece una vía de comunicación entre el interior y el exterior celular, bien mediante la creación de canales hidrofílicos, bien como elementos transportadores que permiten salvar la barrera de cadenas de ácidos grasos, o bien como receptores que transmiten la información mediante cambios de conformación de la propia estructura molecular frente a señales. A este modelo se le incorporaron posteriormente las proteínas periféricas, tanto las unidas convalentemente a la membrana como las asociadas mediante enlaces eléctricos. Singer y Nicolson ya sugirieron que la interacción entre lípidos y proteínas debía ser funcionalmente importante para la membrana. El término fluido fue otro gran avance conceptual y se propuso como consecuencia de los datos aportados por trabajos previos. H.M. McConell y D. Chapman realizaron experimentos de resonancia magnética en los que se mostraba que las moléculas de las membranas, tanto lípidos como proteínas, no estaban estáticas sino podían moverse lateralmente en la bicapa por difusión, con lo cual la membrana se transformó en una estructura dinámica y maleable. Incluso en estos experimentos se sugirió que la membrana es asimétrica, es decir que la monocapa citosólica tenía una composición diferente a la monocapa externa. Este modelo de mosaico fluido ha explicado los datos experimentales conseguidos con otras técnicas actuales. Así, con la llegada de los marcajes selectivos de moléculas y su observación en tiempo real con microscopía de fluorescencia se pueden observar moléculas individuales en membranas íntegras y en condiciones más o menos fisiológicas. Se puede comprobar que las moléculas no están fijas en una posición sino que pueden moverse por la bicapa lipídica. Mediante espectroscopía cuantitativa se ha observado que los movimientos son sobre todo laterales, es decir, desplazamientos como si la molécula estuviera flotando en la bicapa lipídica, pero las inversiones o cambios de una monocapa a la otra de la membrana son muy infrecuentes. Actualmente, el modelo se ha ido modificando y ajustando a los nuevos datos experimentales, que indican que la característica preponderante de la membrana es heterogeneidad, más que fluidez (Figura 3). Por ejemplo, mediante el seguimiento del movimiento de moléculas en células in vivo, y posteriormente in vitro, se ha encontrado que los movimientos de las moléculas no son completamente al azar, es decir, hay restricciones al movimiento. Estas restricciones son evidentes para las proteínas, pero más recientemente también se han encontrado restricciones a los lípidos, afectando principalmente a los esfingolípidos y al colesterol. Así, la membrana se ajusta al modelo de mosaico fluido en que las moléculas tienden a difundir lateralmente de forma libre, pero ese movimiento puede estar sometido a restricciones. Las restricciones a la movilidad de las moléculas de la membrana se agrupan en tres categorías: dependientes de las interacciones físico-químicas entre las propias moléculas, de las interacciones con el citoesqueleto o con la matriz extracelular y dependientes de las propiedades físicas de la propia membrana, fundamentalmente grosor y curvatura. Estas restricciones hacen que la membrana no sea homogénea sino que las moléculas se distribuyan y agrupen en áreas de la superficie celular para formar los llamados dominios de membrana. Estos dominios tendrían una composición molecular característica que le permitirían llevar a cabo diferentes funciones. Por tanto el modelo de membrana actual está basado en el modelo de mosaico fluido, pero curiosamente, la posibilidad de difusión de las moléculas no produce una homogeneidad química de la membrana sino todo lo contrario, una heterogeneidad de dominios distribuidos por toda la extensión de la membrana. Cada uno de estos dominios, del orden de nanometros, puede variar su posición, su número, su tamaño (pocas decenas de nanométros de extensión), aparecer y desaparecer en intervalos de tiempo cortos, y todo ello según las necesidades funcionales de la célula. La fluidez, paradójicamente, favorece la formación y la dinámica de estos dominios. Hay numerosos datos con técnicas recientes que probablemente nos harán dibujar a las membranas de manera diferente a como aparecen actualmente en la mayoría de los libros de texto. Más proteínas. Por ejemplo, en las representaciones de la membrana las proteínas están a baja concentración, dispersas y aisladas entre los lípidos. Pero las membranas están llenas de proteínas, que interaccionan entre sí, y además varían considerablemente en grosor. Hay que tener en cuenta que una membrana plasmática tipo tiene hasta un 50 % del peso de proteínas. Se estima que hay una proteína por cada 40 lípidos. Debido al pequeño tamaño de los lípidos se calcula que hay sólo de uno a dos nanometros de distancia entre las proteínas. En realidad es muy probable que las proteínas formen grandes complejos macromoleculares, y que, mediantes sus anclajes a citoesqueleto y matriz, y las interacciones entre ellas, puedan actuar como un esqueleto para las propias membranas. Espesor irregular. En cuanto al espesor de la membrana, se podría pensar que la evolución ha llegado a producir proteínas transmembrana cuyo segmento hidrófobo se ajuste al espesor de la zona de ácidos grasos de la membrana, pero esto no es así. Hay proteínas con zonas hidrófobas más largas que otras y, por tanto, para quedar protegidas dentro de la membrana los lípidos deben ajustarse para cubrirlas, lo que hará mebranas más gruesas según la zona (Figura 4). Superficies asimétricas. Mediante el uso de microscopios de fuerza atómica se pueden estudiar la superficies de membranas del orden de nanometros, todo ello con libre movimiento de las moléculas. El estudio de la membrana de los eritrocitos ha arrojado datos curiosos. Por ejemplo, la superficie externa es muy lisa, lo que indica que ni el glicocálix ni el dominio extracelular de las proteínas sobresalen mucho más allá de la capa de cabezas hidrofílicas de los lípidos de membrana. La barrera externa sería una capa hidrofílica compuesta por las cabezas de los fosfolípidos, dominos proteicos extracelulares y los azúcares que se situarían entre ellas. Sin embargo, la parte interna es tiene muchos altibajos, que se achacan a los dominios intracelulares de las proteínas (Figura 5). Una aproximación similar en membranas celulares de células eucariotas ha revelado que las proteínas son muy abundantes y ocupan la mayor parte de la superficie de la membrana. El dominio proteico extracelular es de unos 4 nm, por encima de la cabeza de los lípidos. Hay tantas proteínas y tan empaquetadas que se forma una superficie muy homogénea. Se puden detectar zonas ricas en colesterol y los azúcares parecen concentrarse en microdominios en el lado extracelular. Las proteínas transmembrana se colocan asimétricamente en la membrana, con una parte mucho mayor en el dominio citosólico. De hecho, el lado citosólico de las proteínas se extiende unos 10 a 12 nm desde las cabezas de los lípidos. Las proteínas del lado citosólico se agregan en microdominios ricos en colesterol. Estos dominios están separados unos 13 a 105 nm, y miden unos 53 nm. Hay que tener en cuenta que la capa de lípidos mide unos 4 nm de espesor, por lo que todo esto resulta en un grosor de membrana de unos 20 nm (Figura 6). Este modelo supone que existe un barrera protectora externa básicamente formada por proteínas. Los microdominios de las proteínas transmembrana indican que las proteínas trabajan en grupos a modo de plataformas que aumentan la probabilidad de interacción entre proteínas y por tanto la eficiencia. Bibliografía Alberts A, Johnson A, Lewis J, Raff M, Roberts K, Walter P. 2007. Molecular Biology of the Cell. 5th editon. Garlan Science. ISBN: 9780815341055. Bagatolli LA, Ipsen JH, Simonsen AC, Mouritsen OG 2010. 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Pasteur aportó evidencias en contra de la generación espontánea en las células actuales, incluso para los organismos más simples. Todo ello conduce a que la primera célula, que se originó hace más de 3000 millones de años, y como no había células previas, tuvo que surgir a partir de moléculas orgánicas, una especie de generación espontánea, pero no la que estudió L. Pasteur, aparición desde la nada, sino por un proceso largo, progresivo y complejo a partir de moléculas simples que irían ganando complejidad en sus estructuras, en su composición y sobre todo en las interacciones de unas con otras. En la sucesión de etapas que llevaron desde las moléculas más simples hasta las primeras células hubo un momento en el que aparecieron moléculas o conjuntos de moléculas que tuvieron la capacidad de autorreplicarse y de sufrir selección natural. Una vez esto, el resto se podría explicar por selección darwiniana !a nivel molecular! Las moléculas candidatas para ser las primeras protagonistas de la evolución podrían ser dos de las principales moléculas que componen hoy en día las células: ADN y proteínas. Pero se les ha dejado de lado por las dificultades que presentan. El ADN es un buen soporte para almacenar información, es muy estable y permite variabilidad, pero prácticamente es inerte y no tiene capacidad de autorreplicarse. Las proteínas tienen una alta capacidad catalítica, es decir, "hacen cosas", pero autorreplicar su secuencia de aminoácidos parece hoy en día inabordable. Entonces, ¿quién podría ser el candidato? R. Woese y L.E. Orgel proponen que esa molécula insólita debió ser el ARN. Pero fue W. Gilbert en 1986 quien formuló la hipótesis en su forma actual de que el ARN era la molécula clave (Gilbert fue premio Nobel por una técnica de secuenciación del ADN, también acuñó los términos de exones e intrones). La biología molecular fue colocando en los siguientes años al ARN en una posición protagonista en el funcionamiento de la célula. ¿Cuáles son los datos que apoyan al ARN como molécula importante en el origen de la vida?: 1.- Tiene capacidad catalítica. Las ribonucleoproteínas (proteínas más ARN) son capaces de procesar los transcritos primarios en el núcleo y el ARN ribosómico participa de manera crítica en la síntesis de proteínas en los ribosomas. La evidencia de que el centro catalítico de los ribosomas es ARN apoya la idea de que las primeras proteínas se sintetizaron gracias al ARN. De manera que las primeras proteínas u oligopéptidos fueron seleccionados en función de su afinidad por interactuar con el ARN y estabilizarlo o facilitar su replicación. Además, esta interacción favorecería la estabilidad del propio oligopéptido. Estas interacciones ARN-péptido serían eléctricas y débiles, por lo que debieron darse en ambientes no muy calientes. Hay un problema con esta teoría: los aminoácidos que mejor interaccionan con el ARN son la arginina y lisina, pero éstos no se han encontrado en los meteoritos y su síntesis abiótica parece difícil. 2.- Transporta información. El ARN mensajero recoge la información del ADN y lo lleva hasta los ribosomas donde es leído para la síntesis de las proteínas. 3.- Ribonucleótidos como el ATP (trifosfato de adenosina) son las moléculas energéticas por excelencia de los seres vivos. Cofactores como el NAD+ o el FAD son cruciales en muchas reacciones bioquímicas. 4.- Moléculas de ARN sometidas a condiciones controladas son capaces de evolucionar: variabilidad más autorreplicación. Es difícil pensar que algo parecido a una célula se hubiera formado espontáneamente sin una gran serie de pasos moleculares previos. Y dentro de esa larga serie de pasos se tuvo que inventar un replicador suficientemente eficiente, pero con la propiedad de cometer errores en su funcionamiento, y así poder evolucionar. Ese replicador se denomina como el ancestro inicial Darwiniano. El ARN podría haber sido ese replicador inicial, bien en solitario o bien asociado a pequeños péptidos. 5.- Los ARN de transferencia son los encargados de reconocer a los aminoácidos y colocarlos en una secuencia determinada cuando leen una cadena de ARNm. 6.- La replicación del ADN requiere la presencia de pequeños segmentos de ARN denominados cebadores. 7.- La mayor parte del ADN que codifica para ARN no lo hace para ARNm sino para ARN que no se traducirá a proteínas y que realiza numerosas funciones celulares. Parece que la proporción de ADN que se transcribe a ARN mensajero es mínima comparada con la que se transcribe en ARN no codificante. Estos ARN pueden regular la expresión génica, la compactación del ADN, la metilación del ADN, la diferenciación celular, etcétera. Todas estas observaciones hacen que el ARN pueda ser esa molécula versátil necesaria en el origen de la vida, pero no concluyen que lo haya sido. Algunos autores ven la gran cantidad de funciones que desempeñan los distintos tipos de ARN en la célula como una consecuencia del papel preponderante del ARN en la química prebiótica. Incluso algunos autores sugieren que hoy en día existen ddescendientes directos de aquellos ARN primigenios: los viroides. Los viroides son cadenas simples y circulares de ARN que tienen entre 250 y 430 nucleótidos. Son capaces de infectar y replicarse en las células de plantas superiores, con la particularidad de que no codifican para ninguna proteína. Los virus suelen tener al menos un gen que codifica para la RNA polimerasa dependiente de ARN. Los viroides, por tanto parecen ser reconocidos por las células como ARN propio. Se ha propuesto que estos viroides son descendientes de moléculas de ARN presentes en la tierra primigenia, antes de las proteínas y del ADN. Estos viroides pueden tener capacidad catalítica. Hay sin embargo puntos débiles en esta propuesta y argumentos alternativos. Por ejemplo, es difícil reconstruir todos los pasos de la formación una célula simulando condiciones primigenias. Además, los ribonucleótidos son difíciles de sintetizar y sus componentes se degradan con facilidad, aunque se ha demostrado que en presencia de minerales con boro y bajo ciertas condiciones plausibles en la Tierra de aquella época se pueden formar ribonucleótidos y con cierta estabilidad, pero se producirían en muy pocas cantidades y las condiciones serían muy improbables. Y aún quedaría el enorme problema de ensamblarlos de manera útil. Sin embargo, experimentos recientes con proto-ribonucleótidos, es decir, las moléculas a partir de las cuales se formaron los ribonucleótidos, podrían formar de forma rápida y sin intervención de catalizadores, cadenas largas y helicoidales. Es decir, podría haber habido un suministro importante de estas moléculas produciendo una gran diversidad de longitudes y secuencias. Aún nos quedaría otro obstáculo: la probabilidad de que por azar se forme un polímero con capacidad de autorreplicación es tan baja que algunos científicos desechan esta posibilidad. Algunos científicos no aceptan esta teoría por la alta improbabilidad de que se den todos estos pasos de forma consecutiva. Por todo lo anterior se ha retomado la propuesta de Oparin de los coacervados o complejos metabólicos. La base de esta teoría radica en que las primeras entidades que fueron capaces de replicarse o dividirse fueron unos conjuntos de moléculas que sufrían una serie de reacciones de manera que se establecía un ciclo de reacciones químicas. Así, no sería una única molécula. Sin embargo, hoy en día la necesidad de conseguir compartimentos cerrados donde producirse las reacciones está ganando atención, y las membranas ganan protagonismo. Antes de que el ARN tomara un papel preponderante en el origen de la vida habría todo un proceso previo para generar las condiciones necesarias para que el ARN pudiera actuar. Bibliografía específica Flores R, Navarro B, Serra P,Di Serio F. 2022. A scenario for the emergence of protoviroids in the RNA world and for their further evolution into viroids and viroid-like RNAs by modular recombinations and mutations. Virus evolution. 8: veab107. Michalak P. 2006. RNA world - the dark matter of evolutionary genomics. J Evol Biol. 19(6):1768-1774. Müller UF. 2006. Re-creating an RNA world. Cell Mol Life Sci. 63:1278-1293. Vázquez-Salazar A, Lazcano A. 2018. Early Life: Embracing the RNA World. Current biology. 2: R208–R231. Page 4
The theory that the first cells arise from physical-chemical processes, today fully accepted, arose almost necessarily. C. Darwin proposed in the Origin of the species that organisms come from other organisms and that the differences between them, which can potentially give rise to new species, are achieved with natural selection acting on the phenotypic variability of such organisms. The cellular theory says in one of its postulates that every cell comes from another cell, but L. Pasteur eliminated the possibility of spontaneous generation, even for the simplest organisms. All this leads to the first cell emerging from inanimate substances, a kind of spontaneous generation; not the one refuted by L. Pasteur but a progressive and complex generation from simple molecules that would gain complexity in their structures, composition and especially in the interactions between each other.
In the succession of stages that led from the simplest molecules to the first cells, there was a moment in which molecules or groups of molecules with the capacity of self-replication and to undergo natural selection appeared. Once this, the rest could be explained by Darwinian selection at the molecular level! The candidates to be the first protagonists of evolution could be two of the main molecules that constitute nowadays the cells, DNA and proteins. But they have been left out because of the difficulties they present. DNA is a good support to store information, it is very stable and allows for variability, but it is practically inert and does not have the capacity to self-replicate. Proteins have a high catalytic capacity, that is, they "do things", but self-replicating their amino acid sequence seems nowadays unapproachable. Then, who could be the candidate? At the end of the 60s of the last century, F. Crick (proposed the model of the double helix for DNA, together with J. Watson), R. Woese, and L.E. Orgel propose that this unusual molecule must have been RNA. Why? Molecular biology has placed RNA in a leading position in the functioning of the cell. But it was W. Gilbert in 1986 who formulated in its current form (Gilbert was Nobel laureate for a technique of DNA sequencing, he also coined the terms of exons and introns). The following data supports his proposal: 1.- It has catalytic capacity. The ribonucleoproteins are capable of processing the primary transcripts in the nucleus and the ribosomal RNA participates critically in the synthesis of proteins in the ribosomes. 2.- It transports information. The messenger RNA collects the information from the DNA and carries it to the ribosomes where it is read for the synthesis of the proteins.
3.- Ribonucleotides, such as ATP (adenosine triphosphate), are the energetic molecules by excellence of living beings. Cofactors such as NAD+ or FAD are crucial in many biochemical reactions. 4.- RNA molecules subjected to controlled conditions are capable of evolving. 5.- Transfer RNAs are responsible for recognizing amino acids and place them in a determinate sequence when they read a mRNA chain. 6.- DNA replication requires the presence of small RNA segments called primers. 7.- Most of the DNA that encodes for RNA does not do so for mRNA but for RNA that will not be translated into proteins and that performs numerous cellular functions. It seems that the proportion of DNA that transcribes to messenger RNA is minimal compared to that which transcribes in non-coding RNA. These RNAs can regulate gene expression, DNA compaction, DNA methylation, cell differentiation, and so on. All these observations suggest the RNA as the potential versatile molecule necessary at the origin of life, but do not conclude that it has been. Some authors see the large number of functions performed by different types of RNA in the cell because of the preponderant role of RNA in prebiotic chemistry. There are, however, weaknesses in this proposal and alternative arguments. It is difficult to reconstruct all the steps simulating original conditions. Ribonucleotides are difficult of synthesize and their components degrade easily, although it has been shown that in the presence of minerals with boron and under some possible conditions on Earth at that time, ribonucleotides can be formed and with certain stability; however, they would be produced in very few quantities and conditions would be very unlikely. Nevertheless, there would remain the enormous problem of assembling them of useful way. Apart from the enormous obstacle of polymerization, we would have another major obstacle: the probability that a polymer with capacity of self-replication will be formed by chance is so low that some scientists reject this possibility. Some scientists do not accept these theories because of the high improbability of all these steps being taken consecutively. For this reason, Oparin’s proposal of coacervates or metabolic complexes has been resumed. The basis of this theory is that the first entities that were able to replicate or divide were sets of molecules that underwent a series of reactions in a way that established a cycle of chemical reactions. Probably the best place was the fumaroles, but the white fumaroles, which are less extreme than the black fumaroles. In this way, the compounds regenerated and increased in number with the intake of substrates and external energy. An important point of this idea is the need for isolation from the external environment, which could be caused by chemical films or by insulation in hollows of rocks (see figure). Cuando abro la figura en el atlas no me aparece con fondo blanco?! Therefore, the order of some of the sections placed in the main page of the site should be changed, such as the envelope before the self-replication. These aggregates would gain in complexity to produce the RNA, which in the background is not dispute that it was before the DNA and proteins. This implies that, before the appearance of the RNA world, there would be a pre-RNA world. Bibliography Michalak R. RNA world - the dark matter of evolutionary genomics. Journal of evolutive biology. 2006. 19(6):1768-1774. Müller UF. Recreating an RNA world. Cell Molelular life science. 2006. 63:1278-1293. Page 5
Why is the size of the organisms characteristic of species? Why is there proportionality between the organs of an organism, such as the length of the extremities in humans? Why, even in the organisms that grow constantly, there are organs that have some dimensions established, such as leaves or tree fruits? Ultimately, these characteristics will depend on the number and size of the cells that compose each organ of each organism. However, already the first microscopists observed that the largest animals were because they had more cells, not because they had larger cells. Then, why have the cells the size they have? This is an unresolved question and, although an accepted theory explaining the size of cells has not been achieved, several hypothesis have been proposed.
Balance between division and growth.
In a culture of cells of a metazoan or in unicellular organisms the size of the cells is conserved from generation to generation. In each division cycle, the cells go through different phases☆. The G1 phase☆ is the growth phase. In general, cells have to grow twice their size to divide and, once achieved it, the S phase begins (DNA synthesis), and they can no longer stop until they divide and reduce their size by half. It is proposed that the balance between growth and division is what determines the size of the cell. Long-cycle cells could grow more, while cells that divide quickly do not have enough time to grow beyond a certain size. Each cell type, in some way, knows that it has to divide when it has reached a certain size. Therefore, there is a sensor that detects a cell size threshold from which the cell irretrievably enters into division, and that sensor is activated at a determined cell size in each cell type. The G1 phase exit to S when the cells have reached a certain cell size has been experimentally demonstrated. The threshold of the signal that determines the size must be a molecular mechanism that can vary depending on the cell type. Thus, this measure is absolute for the cell, that is, it is a matter that each cell resolves independently.
What are the cell size sensors? It has been proposed that the amount of ribosomes is a cell size sensor. The majority of the energy of the cell is used to produce ribosomes. In yeasts, it has been found that the amount of ribosomes depends on the amount of nutrients, which adapts the capacity of translation (production of proteins), to the existent resources in the environment. Interestingly, the transcription of other proteins is not affected. In metazoans it seems that the amount of ribosomes is also an indicator of cell size, but the molecular pathways that affect its synthesis are multifactorial and difficult to unravel. There are other proteins, such as cyclin E, that could act as sensors taking into account not their concentration but rather their rate of synthesis.
External factors
Nevertheless, the size also depends on external conditions, such as the availability of food, temperature or the presence of growth factors. Yeasts subjected to nutrient enriched environments increase the cell size while in poor environments they decrease it. In flies under diverse experimental conditions, it has been found that the cell size and the number of cells contribute to the increase of the size of the organism, without knowing exactly why. Thus, flies raised in cold environments are larger because they have larger cells, while those grown with more food are larger because they have more cells but with normal sizes. Therefore, the experimental results suggest that the cell size depends on the cell type that we are considering and the conditions in which they are found.
Even so, there is a functional variation on the size of some organs due to an increase in cell size. Perhaps the clearest example is what happens in muscle tissue, but also in adipocytes when having access to abundant food, or the liver during pregnancy by hypertrophy of hepatocytes. Interestingly, the regeneration of the liver after an injury is by proliferation of hepatocytes.
There are other external factors that can control the relationship between division and growth such as those that favor division or mitogens and growth factors. For example, the insulin-like growth factor (IGF) seems to control cell size. When it is mutated in mice, the cell size decreases but also the number of cells. Thus, there are individuals that can be 50% smaller than their controls. On the other hand the epidermal growth factor (EGF) can promote the cells to divide without the need for growth.
An additional issue is how to maintain the appropriate volume altered by swelling or shrinkage due to osmotic pressures. The cell knows which size it should reach and how to maintain it. In response to osmotic pressures with water entering or leaving the cell and modifying its volume, several sensors have been proposed. These sensors trigger cellular responses to restore cell size: density of molecules and ions that affect the metabolism and trigger osmotic processes or mechanical changes that affect channels and transporters of the plasma membrane, which cause osmotic changes in the direction to restore the original volume.
The ploidy
The number of copies of a genome is another factor that affects cell size. The more ploidy (greater number of copies of the genome) a cell has, the greater it is. In salamanders, pentaploid individuals can be obtained. These animals are as large as the diploid, but their cells are bigger; then, the body has fewer cells. Interestingly, there is proportionality. For example, a tetraploid has half as many cells as a diploid and therefore twice as large. We could think that it is the amount of DNA what determines the cell size. In plants, it has been shown that polyploidies produce larger cells, without affecting the final size of the structure; simply the mitosis rate is decreased.
The relation nucleus-cytoplasm (N:C)
It is related to ploidy. The nucleus is not larger in biger cells so it can detect more of a given molecule in the cytoplasm, although in the cytoplasm the molecule is always at the same concentration. In fact, the polyploid cells have larger nuclei, so it could be that it was not the amount of DNA but the nuclear volume what determined a larger cell size in polyploid organisms. Again, this cannot be the only cause since in an organism there are different cell types with different sizes and have the same genetic endowment.
Which are the organ size sensors?
One consequence of these observations is that it would seem that organisms were able to measure the dimensions of their bodies and the size of their organs to keep them within the characteristic proportions of their species. It is curious that when the cells are manipulated to produce smaller cells in an organ, for example by accelerating the division rate, the size of the organ will remain the same. The same happens on the contrary, when the cell size increases, the organ will be equally large but with fewer cells. Probably due to a competition for growth and survival factors, whose concentration determines a threshold detected by a molecular way called hippo. This way prevents the oversizing of an organ, and seems to act in both flies and mammals. There are species that always grow, such as some fish and plants. However, in plants there are parts that do have limited growth such as leaves. In fish with indeterminate growth, it has been found that from one size the increase in the number of cells is changed by the increase in the size of the cells, as the main growth factor.
In summary, there seems to be an appropriate size for the cells, which can vary depending on the cell type. This could indicate that each cell needs an optimal size to perform its function. This size does not seem to be due to physical conditions, but rather due of adaptive issues, since there are cell lines that can change their size in response to stimuli. Another idea that arises from the observation that in a tissue there are cell types with different sizes is that the control of cell size could be a property acquired autonomously by the cell.
Numerous molecules seem to affect cell size, complicating the interpretation of the cellular response to experimental conditions. A single gene controlling by himself only the size has not been found, even in organisms as well known as bacteria. The conclusion is that cell size may be conditioned by numerous genes and signaling cascades with confluent actions. Despite this, there must be sensor systems that have been maintained during evolution and that keep most cells within characteristic size parameters.
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The process evolved until creating a complex system around the membrane in which the interactions and the dependency was every time greater. Some molecules were inserted in the membrane and the forerunners of the cytoskeleton could shape it. At a certain time, an invagination was produced, so that part of this system remained enclosed by a double membrane. The external membrane would disappear over time, freeing all the protocells that would have created by invagination. Therefore, the external environment of the vesicle turned into the internal environment of the cell. The role of the rudimentary cytoskeleton appears to be transcendental in all this process.
This process of invagination, where a double membrane surrounds some structures, occurs in some processes of current cells, such as the formation of spores in yeasts, the autophagy of organelles in eukaryotic cells or the exit of some virus from the infected cells; this enclosed process could even originate the nuclear envelope. It was also proposed that the same process could form eukaryotic cells. Bibliography Black RA, Blosser MC. 2016. A self-assembled aggregate composed of a fatty acid membrane and the building blocks of biological polymers provides a first step in the emergence of protocells. Life. 6:33 Griffiths G. 2007. Cell evolution and the problem of membrane topology. Nat Rev Mol Cell Biol. doi:10.1038/nrm2287. Page 7Los compartimentos son regiones del espacio delimitados, con un interior en el que hay componentes distintos que están separados de los del medio exterior. Los componentes encapsulados evitan su dilución o difusión, y también se excluirían ciertas moléculas. En al etapa prebiótica, antes de que aparecieran las primeras células sobre la Tierra, estos compartimentos pudieron segregar ciertas moléculas que básicamente aceleraran y aumentaran en complejidad las primeras reacciones químicas. Estos compartimentos pudieron ser de muy diversa índole, con una gran diversidad de reacciones. Todo compartimento necesita de un elemento limitador que permita ese aislamiento. Como todas las células actuales tienen a una membrana actuando de barrera con el medio exterior, se ha supuesto que los primeros compartimentos estaban limitados por membranas. Pequeños compartimentos delimitados por membranas se forman espontáneamente en superficies de minerales o en ciclos de hidratación y deshidratación en el fuentes termales terrestres. Es interesante que este proceso de hidratación y deshidrataciónp también se ha postulado para la creación de otras tipos de moléculas como polipétpidos, poliésteres o ARN. De todos modos, también hay compartimentos sin membrana en las células actuales, y podrían haberse formado de forma similar en el origen de la vida, antes de la intervención de los lípidos. Estos compartimentos se generan por separación entre fases líquidas. Una protocélula es el compartimento que evolucionó hasta una célula que terminó siendo LUCA (last universal common ancestor). Esta protocélula debería tener en su interior alguna capacidad catalítica, algún material hereditario, capacidad de crecimiento y una estructura limitante. Se supone que estos compartimentos iniciales fueron enormemente diversos y con capacidad de evolucionar. Sólo algunos de ellos dieron lugar a LUCA. Que una membrana de ácidos grasos englobara a los componentes celulares es quizás uno de los pasos más controvertidos en el proceso de la formación de las primeras células. Parece claro que todos los tipos celulares actuales, bacterias, arqueas y eucariotas, proceden de un ancestro común al que se le denomina LUCA. Todos ellos poseen un citoplasma con un ambiente reductor, pH neutro y una concentración y tipos de iones determinados. Se cree que el medio en el que aparecieron las primeras células pudo ser parecido al citoplasma de las células actuales. Ello abre la posibilidad a que el lugar donde aparecieron las primeras células no fuera el mar sino aguas dulces. Además, se sabe que es más fácil formar espontáneamente bicapas lipídicas en aguas dulces. La formación de bicapas lipídicas es espontánea en medios acuosos con ciertas condiciones y los lípidos que las forman se pueden sintetizar sin intervención celular. De hecho, lípidos extraídos del meteorito Murchinson, caído en Australia, son capaces de formar vesículas con membranas bilaminares. Estos lípidos poseen cadenas únicas, al contrario de lo que ocurre en las membranas celulares actuales que tienen dos cadenas de ácidos grasos, y hacen que las membranas sean más dinámicas que con los lípidos actuales. Esta capacidad de mayor plasticidad permite que la membrana sea capaz crecer, dividirse, ser más permeable, etcétera. Además, estos lípidos de origen no biótico, son heterogéneos y se podrían combinar de muchas maneras aportando propiedades diferentes. La aparición de los ácidos grasos de dos cadenas supuso dos ventajas para los primeros compartimentos: haría más estables a esas membranas frente a los iones divalentes, sobre todo el magnesio, y serían capaces de crecer más respecto a las vesículas con sólo ácidos grasos de cadena simple. Ya que las membranas de ácidos grasos de doble cadena son menos permeables, la protocélula estaría bajo la presión de inventarse un sistema de transporte a través de la membrana. Pero ¿Cómo consiguieron formarse compartimentos cerrados con los componentes necesarios para evolucionar hasta las células actuales? Hay dos hipótesis: La vida dentro de la vesícula. En este modelo se propone que capas de lípidos, mediante la acción del viento y de olas pequeñas, se reordenarían para formar pequeñas vesículas o microbolsas donde quedarían encerradas las moléculas necesarias para hacer independiente a todo el sistema. Una objeción a este modelo es que la bicapa lipídica es lo suficientemente impermeable como para impedir una comunicación apropiada entre el medio externo y el interno. Por aquella época, supuestamente, no había proteínas transmembrana que actuaran como transportadores o canales. La vida fuera de la vesícula (Figuras 1 y 2). Ya que la teoría anterior tiene complicaciones se pensó en darle la vuelta al asunto. Las rutas metabólicas que constituyeron las células primigenias no estaban dentro de la vesícula, sino fuera de ella. Se postula que un ambiente mineral crearía un medio apropiado para las reacciones químicas. Las moléculas de estas reacciones tendrían del otro lado a una membrana, a modo de sándwich. Las moléculas no se perderían por difusión porque algunas de ellas se podrían unir a la membrana formando una especie de gel en torno a ella. Estas moléculas serían los ancestros del citoesqueleto. Un apoyo a esta idea es que homólogos a las proteínas actina y miosina, componentes de los filamentos de actina y de los microtúbulos, respectivamente, que forman parte el citoesqueleto, están presentes en todos los tipos celulares. Hay una propuesta alternativa que sugiere también que todo empezó fuera de la vesícula, pero sin necesidad de minerales como catalizadores (Figura 2). Se ha demostrado que las membranas lipídicas son lugares apropiados para que se den ciertas reacciones químicas. Así, se sabe que ciertas moléculas como bases y aminoácidos simples son más estables asociados a las membranas y que se pueden concentrar en ellas, favoreciendo las reacciones químicas. De este modo, las propias membranas favorecerían la unión de unas moléculas y no otras, explicando de alguna manera como comenzó la selección de las moléculas que forman las células. Estas moléculas sencillas, y luego más complejas, estabilizarían a las propias membranas, de modo que todos serían beneficiados. El sistema evolucionó hasta crear un sistema complejo en torno a la membrana en el que las interacciones y la dependencia era cada vez mayor. Algunas moléculas se insertaron en la membrana y los ancestros del citoesqueleto la podían moldear. En algún momento se produjo una invaginación, de forma que parte de ese sistema quedó englobado por una doble membrana (hay que tener en cuenta que las membranas estarían formando compartimentos cerrados). La membrana externa desaparecería con el tiempo, liberando todas las protocélulas que se habrían creado por invaginación. Por tanto el medio externo de la vesícula se convirtió en medio interno de la célula. En todo este proceso el papel del citoesqueleto rudimentario sería trascendental. Este proceso de invaginación donde ciertas estructuras se rodean de una doble membrana ocurre en los procesos de células actuales como la formación de esporas en las levaduras, la autofagia de orgánulos en las células eucariotas o la salida de determinados virus de las células infectadas, incluso la envuelta nuclear podría ser derivada de este proceso de englobamiento. También se propone que este sistema podría haber funcionado para la formación de las células eucariotas a partir de las procariotas. Bibliografía Black RA, Blosser MC. 2016. A self-assembled aggregate composed of a fatty acid membrane and the building blocks of biological polymers provides a first step in the emergence of protocells. Life. 6:33 Griffiths G. 2007. Cell evolution and the problem of membrane topology. Nat Rev Mol Cell Biol. doi:10.1038/nrm2287. Jia TZ, Caudan C, Mamajanov I. 2021. Origin of species before origin of life: the role of speciation in chemical evolution. Life. 11: 154. Toparlak OD, Mansy SS. 2019. Progress in synthesizing protocells. Experimental biology and medicine. 244: 304–313. Page 8¿Por qué el tamaño de los organismos de la misma especie es similar, y entre cada especie es distinto?, ¿por qué existe proporcionalidad entre los órganos de un organismo como por ejemplo la longitud de las extremidades en humanos respecto a su cuerpo?, ¿por qué incluso en los organismos que crecen constantemente hay órganos que tienen unas dimensiones establecidas, como las hojas o los frutos de los árboles? En última instancia estas características dependerán del número y del tamaño de las células que componen cada órgano de cada organismo. Ya los primeros microscopistas observaron que los animales, o los órganos, más grandes lo eran porque tenían más células, no porque tuvieran células más grandes. Entonces ¿cómo es que las células tienen el tamaño tan semejante entre diferentes especies? Ésta es una pregunta aún no resuelta y, a pesar de que no se ha conseguido una teoría aceptada que explique el tamaño de las células, se han propuesto diversas hipótesis. 1. Balance entre división y crecimiento.En un cultivo de células de un metazoo, o en organismos unicelulares, el tamaño de las células se conserva de generación en generación. En cada ciclo de división las células pasan por distintas fases (Figura 1). La fase G1 es la de crecimiento. En general, las células tienen que crecer el doble de su tamaño para dividirse y una vez conseguido comienzan la fase S, síntesis del ADN, y ya no pueden parar hasta dividirse y reducir su tamaño a la mitad. Se propone que el balance entre crecimiento y división es lo que determina el tamaño de la célula. Células con ciclo largo podrían crecer más, mientras que las células que se dividen rápidamente no les da tiempo a crecer más allá de un tamaño determinado. Cada tipo celular, de alguna manera, sabe que tiene que dividirse cuando ha alcanzado un tamaño determinado. Por tanto, existe un sensor que detecta un umbral de tamaño celular a partir del cual la célula entra irremisiblemente en división, y ese sensor se activa a un tamaño celular determinado en cada tipo celular, aunque dentro de un rango. Se ha demostrado experimentalmente que se produce el cruce de la fase G1 a la S cuando las células han alcanzado un tamaño celular determinado. El umbral de la señal que determina el tamaño celular debe ser un mecanismo molecular que puede variar en función del tipo celular. Así, esta medida es absoluta para la célula, es decir, es un asunto que resuelve cada célula de manera independiente. 2. Factores externosPero el tamaño depende también de las condiciones externas, como por ejemplo la disponibilidad de alimento, la temperatura o la presencia de factores de crecimiento. Las levaduras sometidas a ambientes enriquecidos en nutrientes aumentan el tamaño celular mientras que en medios pobres lo disminuyen. En moscas bajo condiciones experimentales diversas se ha encontrado que el tamaño celular y el número de células contribuyen al aumento del tamaño del organismo, sin saberse exactamente por qué. Así, moscas criadas en ambientes fríos son más grandes porque tienen las células más grandes, mientras que aquellas cultivadas con más alimento son más grandes porque tienen más células pero con tamaños normales. Por tanto, los resultados experimentales apuntan a que el tamaño celular depende del tipo celular que estemos considerando y de las condiciones en las que se encuentren. A pesar de ello existe una variación funcional del tamaño de algunos órganos debido a un aumento del tamaño celular. Quizá el ejemplo más claro es lo que sucede con el tejido muscular, cuyas células aumentan de tamaño con el ejercicio, pero también los adipocitos cuando tienen acceso a comida abundante, o el hígado durante el embarazo por hipertrofia de los hepatocitos. Curiosamente la regeneración del hígado tras una lesión es por proliferación de los hepatocitos. Hay otros factores externos que pueden controlar la relación entre división y crecimiento: los que favorecen la división o mitógenos y los factores de crecimiento. Por ejemplo, el factor de crecimiento similar a la insulina (insulin-like growth factor: IGF) parece controlar el tamaño celular. Cuando está mutado en ratones el tamaño celular disminuye pero también el número de células. Así, se tienen individuos que pueden ser un 50 % más pequeños que sus controles. Por otro lado el factor de crecimiento epidérmico (epidermal growth factor: EGF) puede hacer que las células se dividan sin necesidad de crecimiento. Una cuestión adicional es cómo mantener el volumen apropiado cuando es alterado por hinchamientos o retracciones debido a presiones osmóticas. La célula sabe qué tamaño debe alcanzar y también cómo mantenerlo. Como respuesta frente a presiones osmóticas con entrada o salida de agua de la célula y modificación de su volumen, se han propuesto varios sensores. Dichos sensores desencadenan respuestas celulares para restablecer el tamaño celular: densidad de moléculas e iones que afectan al metabolismo y disparan procesos osmóticos, o cambios mecánicos que afectan a los canales y transportadores de la membrana plasmática y que provocan cambios osmóticos en la dirección para restablecer el volumen original. 3. La ploidíaEl número de copias de un genoma es otro factor que afecta al tamaño celular. Cuanta más ploidía (mayor número de copias del genoma) tiene una célula, mayor es su tamaño. En salamandras se pueden conseguir individuos pentaploides. Estos animales son igual de grandes que los diploides, pero sus células son más grandes, luego el cuerpo tiene menos células. Curiosamente existe proporcionalidad. Por ejemplo, un tetraploide tiene la mitad de células que un diploide y por tanto el doble de grandes. Podríamos pensar que es la cantidad de ADN lo que condiciona el tamaño celular. En las plantas se ha demostrado que las poliploidías producen células más grandes, pero tampoco se afecta al tamaño final de la estructura, simplemente se disminuye la tasa de mitosis. 4. La relación núcleo-citoplasma (N:C)La relación entre el volumen del núcleo y del citoplasma está relacionada con la ploidía. El núcleo no es mayor en las células más grandes por lo que puede detectar mayor cantidad de una molécula determinada en el citoplasma, aunque en el citoplasma la molécula siempre esté a la misma concentración (Figura 2). De hecho las células poliploides tienen núcleos más grandes, así que podría ser que no fuera la cantidad de ADN sino el volumen nuclear lo que determinara en los organismos poliploides un mayor tamaño celular. De nuevo, ésta no puede ser la causa única puesto que en un organismo existen diversos tipos celulares con tamaños diferentes y tienen la misma dotación genética. En los embriones hay estudios que indican que existe una relación entre el tamaño celular de los blastómeros (las células embrionarias) y las primeras transiciones en el embrión hacia los tres linajes celulares: endodermo, mesodermo y ectodermo. Parece que el tamaño y la forma celular contribuyen a la función y al proceso de diferenciación de las células. El zigoto es las célula más grande durante todo el desarrollo embrionario en la mayoría de los animales. Las primeras divisiones celulares a partir del zigoto, que darán los primeros blastómeros, se producen sin aumento de tamaño celular, lo que implica que las células van disminuyendo su tamaño tras cada división porque se reparten el citoplasma del cigoto. Durante estas primeras fases del desarrollo embrionario ocurre un hecho relevante. Después de varias rondas de división hay cambio: el control materno inicial (los componentes citoplasmáticos) de las divisiones, pasan a control génico de las células embrionarias. Durante este proceso se activan cientos de genes. El tiempo en el que produce el control génico depende de las especies: varias horas en Drosophila, Xenopus y pez cebra, 1 a 2 días en ratones y humanos. Durante este proceso se observa un alargamiento del ciclo celular y se alcanza un umbral de la relación de volumen nuclear respecto al volumen celular (N:C). Algo interesante de esta transición materna-génica es que no ocurre en todo el embrión al mismo tiempo, al menos en aquellos embriones con blastómeros con diferente tamaño. Esto se aprecia bien en anfibios. El proceso comienza en el polo animal, donde los blastómeros son más pequeños, y se va extendiendo hacia el vegetal, donde los blastómeros son más grandes. Los blastómeros están relativamente callados antes de llegar a un umbral de tamaño donde empieza la expresión génica, de hecho comienza un poco antes. Lo importante es que el tamaño celular es suficiente para disparar esta expresión génica. Reduciendo el tamaño celular de los embriones experimentalmente se ha observado que el control génico se activa antes, y que el adelanto depende de cuánto se haya reducido el tamaño celular. La importancia de esto es que las primeras células en empezar la expresión génica son las ectodérmicas y las últimas las endodérmicas, luego el tamaño celular podría determinar la diferenciación de los linajes celulares. Se ha visto además en el nemátodo C elegans que el tamaño celular en sí mismo es capaz de generar polaridad celular y divisiones asimétricas. Así, cuando las células son pequeñas se dividen simétricamente y cuando son grandes asimétricamente. Se rompería la polaridad cuando las células son suficientemente pequeñas. 5. ¿Cuáles son los sensores del tamaño de los órganos?Una consecuencia de estas observaciones es que pareciera que los organismos fueran capaces de medir las dimensiones de sus cuerpos y el tamaño de sus órganos para mantenerlos dentro de las proporciones característicos de su especie. Es curioso que cuando se manipulan las células para producir células más pequeñas en un órgano, por ejemplo acelerando la tasa de división, el tamaño del órgano seguirá siendo el mismo. Igual ocurre al contrario, cuando se incrementa el tamaño celular, el órgano será igual de grande pero con menos células. Probablemente se debe a una competición por los factores de crecimiento y de supervivencia, cuya concentración determina un umbral detectado por una vía molecular denominada hippo. La vía impide la sobredimensión de un órgano, y parece actuar tanto en las moscas como en los mamíferos. Existen especies que crecen siempre: algunos peces y las plantas. Sin embargo, en las plantas existen partes que sí tienen un crecimiento limitado como son las hojas. En peces con crecimiento indeterminado se ha encontrado que a partir de un tamaño se cambia el aumento del número de células por el aumento del tamaño de las células como principal factor de crecimiento. También se ha propuesto que la cantidad de ribosomas es un sensor del tamaño celular. La mayoría de la energía celular se emplea en producir ribosomas. En las levaduras se ha encontrado que la cantidad de ribosomas depende de la cantidad de nutrientes, con lo que se adapta la capacidad de traducción (producción de proteínas) a los recursos existentes en el medio. Curiosamente la transcripción de otras proteínas no se ve afectada. En los metazoos parece que la cantidad de ribosomas también es un indicador del tamaño celular, pero las vías moleculares que afectan a su síntesis es multifactorial y difícil de desentrañar. Hay otras proteínas, como la ciclina E, que podrían actuar como sensores teniendo en cuenta no su concentración sino más bien su tasa de síntesis. En resumen, parece haber un tamaño apropiado para las células, el cual puede variar dependiendo del tipo celular. Esto indicaría que cada célula necesita un tamaño óptimo para realizar su función. Este tamaño no parece deberse a condiciones físicas, sino más bien debido a cuestiones adaptativas, puesto que hay líneas celulares que pueden cambiar su tamaño en respuesta a estímulos. Otra idea que surge de la observación de que en un tejido hay tipos celulares con diferentes tamaños es que el control del tamaño celular podría ser una propiedad adquirida por la célula de forma autónoma. Numerosas moléculas parecen afectar al tamaño celular complicando la interpretación de la respuesta celular frente a condiciones experimentales. No se ha encontrado un gen que controle por sí solo el tamaño, ni siquiera en organismos tan conocidos como las bacterias. La conclusión es que el tamaño celular puede estar condicionado por numerosos genes y cascadas de señalización con acciones confluentes. A pesar de ello deben existir unos sistemas sensores que se han mantenido durante la evolución y que mantienen a la mayoría de las células dentro de unos parámetros de tamaño característicos. Bibliografía Arendt, J. 2007. Ecological correlates of body size in relation to cell size and cell number: patterns in flies, fish, fruits and foliage. Biological reviews. 82:241-256. Baserga R. 2007. Is cell size important? Cell cycle. 7: 814-816. Cook M, Tyers M. 2007. Size control goes global. Current opinion in biotechnology. 18: 341-350. Chen H, Qian W, Good MC. 2020. Integrating cellular dimensions with cell differentiation during early development. Current opinion in cell biology 67:109-117. Cook M, Tyers M. 2007. Size control goes global. Current opinion in biotechnology. 18: 341-350. Cooper S. 2004. Control and maintenance of mammalian cell size. BMC cell biology. 5: 35. Day SJ, Lawrence PA. 2000. Measuring dimensions: the regulation of size and shape. Development. 127: 2977-2987. Ginzberg MB, Kafri R, Kirschner M. 2015. On being the right (cell) size. Science. 348(6236):1245075. doi: 10.1126/science.1245075. Hoffmann EF, Lambert IH, Pedersen SF. 2009. 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De hecho, los diferentes tipos celulares de las plantas se pueden identificar por las características de sus paredes celulares. La pared celular tiene una función mecánica. Es la responsable de la forma y tamaño a las células de las plantas y a su vez la estructura que las protege y las mantiene a modo de exoesqueleto (Figuras 1, 2 y 3). En la mayoría de los tejidos son importantes para la adhesión intercelular. Como consecuencia, también es responsable de la rigidez de la planta para mantener erguidas sus estructuras aéreas y los órganos que la forman. Por ejemplo, debe resistir las tremendas presiones que ejercen cuerpos vegetales como los de los grandes árboles, pero también tienen que ser flexibles para no acomodarse la velocidad del viento. Además, ha de ser resistente a las presiones osmóticas que provienen desde el interior celular. Otra de sus funciones principales es ser medio de comunicación y transporte de moléculas y agua entre las células, por lo que en una misma planta las paredes tienen que ser porosas en las células jóvenes para permitir el paso de nutrientes pero impermeables en las que forman los haces vasculares. También participa en la lucha contra patógenos y es capaz de desencadenar respuestas de defensa, o dar textura a los tejidos de los frutos. En algunas células, la pared celular tiene un papel de almacén de energía. Por ejemplo, las paredes celulares de algunas células en semillas son extraordinariamente gruesas, y poseen carbohidratos que actúan como alternativa a las reservas de energía que hay dentro de la célula. Estas sustancias de reserva en la pared son galactomananos, pectinas y xiloglucanos. Se estima que un 18 % de la energía metabolizada durante la germinación de la cebada procede de la pared celular. Otra función la llevan a cabo fragmentos no celulosíticos presentes en la pared celular que sirven para regular el crecimiento de la planta. Así, fragmentos de polisacáridos pécticos tienen receptores en las membranas célulares que disparan cascadas de señalización. Todas estas características vienen determinadas por moléculas que forman la pared celular, principalmente fibras de celulosa y otras sustancias que forman una matriz en forma de gel, y que se disponen entre dichas fibras. Morfológicamente la pared está formada por capas o láminas. Todas las células tienen al menos dos: lámina media y pared primaria. La lámina media se sintetiza y comparte por las células que son contiguas entre sí, mientras que la pared primaria se sintetiza y pertenece a cada célula. En algunas células se deposita una tercera capa más gruesa denominada pared secundaria (Figuras 2 y 3). La mayor parte de la madera de los árboles es pared celular secundaria. 1. Lámina mediaLa capa más externa de la pared celular y la primera en formarse es la lámina media (Figura 3). Actúa como un pegamento que une a las células vecinas. Es la única capa que se sintetiza y es compartida por las dos células contiguas. Tiene un aspecto amorfo y es muy delgada, su grosor está próximo al límite de resolución del microscopio óptico. Pero incluso con el microscopio electrónico no se presenta como una capa muy bien delimitada. En algunos tejidos hay espacios intercelulares y por tanto láminas medias con una de sus superficies libres. La lámina media está formada principalmente por pectinas, aunque puede lignificarse en aquellas células que tienen pared celular secundaria. 2. Pared celular primariaLa pared celular primaria es la primera capa claramente visible de la pared celular (Figuras 2, 3 y 4) y se localiza entre la membrana plasmática y la lámina media o, en algunas células, entre la pared secundaria y la lámina media. Es la responsable de la forma y tamaño inicial de la célula vegetal, y determina sus posteriores cambios de forma y tamaño. Aparece en todas las células vegetales y se origina durante la división celular, pero también se sintetiza pared celular primaria durante el crecimiento en tamaño de las células. Además, durante toda la vida de la célula hay un reciclado con degradación y síntesis de los componentes de la pared celular primaria. En las células metabólicamente activas, secretoras, o con capacidad de división, se mantiene como único componente de la pared celular, además de la lámina media. Las células detienen su crecimiento cuando las paredes celulares primarias se vuelven rígidas, lo cual puede ser por un cambio en su composición. La pared celular es una barrera a la libre difusión de moléculas entre células, desde luego es mucho menos permisiva que la matriz extracelular de los animales. Sin embargo, las células necesitan comunicarse entre sí. Para ello, las células vegetales crean conductos que atraviesan las paredes celulares y que permiten la comunicación directa entre citoplasmas adyacentes. Estos conductos se denominan plasmodesmos (Figura 5). Con muy pocas excepciones, todas las células de una planta están conectadas con sus vecinas mediante plasmodesmos. Esta conexión es literal, es decir, las membranas plasmáticas de células vecinas son continuas entre sí, por lo que podríamos decir que una planta es un gran sincitio. Los plasmodesmos pueden aparecer concentrados en ciertas áreas de la pared celular formando lo que se denominan campos de poros primarios, que forman unas depresiones en las pared celular puesto que el grosor de ésta es menor. En las paredes celulares primarias hay zonas con una delgadez mayor, aunque sin producir discontinuidad, denominadas punteaduras primarias, que pueden aparecer aisladas o agrupadas en áreas denominadas campos de punteaduras primarias. Los plasmodesmos se concentran normalmente en los campos de punteaduras primarias. ComposiciónLa composición de las paredes celulares se puede dividir en dos componentes, el celulosítico y el no celulosítico. Mientras que las fibras de celulosa varían en longitud, orientación y cantidad entre los diferentes tipos celulares, el componente no celulosítico o matriz es muy diverso y altamente variable. En cualquier caso la misión de estos componentes no celulosíticos es crear una matriz tipo gel que impida la formación de una estructura demasiado cristalina. La pared celular primaria está compuesta, considerando el peso seco, por un 25-30 % de celulosa, un 30 % de hemicelulosa, un 35 % de pectinas y del 1 al 5 % de glicoproteínas. La proporción y tipos de componentes que forman las paredes celulares primarias varía entre tipos celulares. Se ha estimado que son necesarios más de 2000 genes para la síntesis y remodelación de la pared celular primaria. Las células con pared celular primaria suelen ser metabólicamente activas. Normalmente la pared celular primaria es delgada, en torno a 0,1 µm de espesor. Las células que desarrollan pared celular secundaria también suelen tener pared celular primaria delgada. Sólo algunas células consiguen paredes celulares primarias gruesas, como algunas células del endospermo y del colénquima. En cualquier caso el grosor puede cambiar según las condiciones en las que se encuentre la célula. En la pared celular primaria hay poros (no confundir con los plasmodesmos) con diámetro que va de 4 a 8 nm, por lo que permiten el paso de agua, iones y pequeñas moléculas como azúcares y aminoácidos, y hormonas. Celulosa. La celulosa es el principal componente de las paredes vegetales (Figura 6). Es un polisacárido lineal formado por monómeros de glucosa unidos mediante enlaces tipo β(1-4). La fórmula es (C6H10O5)n, donde n puede ser mayor a 500 por cadena de polisacárido. Las largas moléculas de celulosa se asocian entre sí mediante enlaces de hidrógeno y fuerzas de Van der Waals para formar estructuras denominadas microfibrillas de celulosa, formadas por unas 50 moléculas de celulosa orientadas con la misma polaridad. Las microfibrillas se asocian entre sí mediante enlaces formados entre ellas y por otros glúcidos, principalmente la hemicelulosa y las pectinas, que resultan en las fibrillas y fibras de celulosa, visibles al microscopio óptico. Las fibras de celulosa pueden medir unas 0,5 µm de diámetro y de 4 a 7 µm de longitud. La resistencia de las fibras de celulosa es similar a la del acero y las uniones entre las moléculas de celulosa mediante puentes de hidrógeno hacen que las microfibrillas de celulosa tengan unas propiedades cristalinas en algunas regiones, mientras que el resto adquiere propiedades paracristalinas. Al igual que ocurre con el hialuronato (ácido hialurónico), la celulosa se sintetiza en la membrana celular gracias a la acción de la celulosa sintasa, una proteína transmembrana con una secuencia de aminoácidos que cruza 8 veces la membrana celular (Figura 6). Hay unos 30 genes que codifican para distintas isoformas de celulosa sintasa. Esta enzima recoge las unidades de glucosa activada (UDP-glucosa) en el citosol, les hace cruzar la membrana y las enlaza en el exterior celular. Hasta 36 enzimas celulosa sintasa se unen en un punto de la membrana plasmática para formar el denominado complejo de celulosa sintasa, que tiene forma de roseta y es tan grande que se puede observar con el microscopio electrónico. Cada roseta puede sintetizar hasta 36 moléculas de glucosa simultáneamente. Las moléculas de celulosa que polimerizan próximas se unen lateralmente mediante puentes de hidrógeno. Estas moléculas nuevas de celulosa también se van asociando con las microfibrillas que ya había antes formándose pilas de estas microfibrillas, fibrillas y fibras de celulosa. La hemicelulosa es en realidad una familia de polisacáridos, cada uno con 200 a 500 monosacáridos (Figura 7). El tipo de hemicelulosa que aparece en la pared celular varía mucho entre tejidos y tipos celulares. Se sintetiza en el aparato de Golgi y es transportada a la membrana plasmática en vesículas, donde es liberada por exocitosis. El xyloglucano es la molécula de hemicelulosa más frecuente. Estructuralmente, la hemicelulosa es parecida a la celulosa por lo que puede establecer puentes de hidrógeno con ella. A medida que se van sintetizando las moléculas de hemicelulosa van recubriendo las microfibrillas de celulosa ayudando a la cohesión para formar fibras de celulosa. Las pectinas forman un grupo muy diverso de polisacáridos ácidos (Figura 8) sintetizados en el aparato de Golgi y secretados a la pared celular. En conjunto forman una estructura a modo de gel que se localiza entre las microfibrillas de celulosa. Parecen los principales responsables de la formación de los poros que permiten la difusión de moléculas pequeñas a través de la pared primaria. Las pectinas son más abundantes en las dicotiledóneas que en las monocotiledóneas. Por ejemplo, las gramíneas contienen sólo trazas de pectinas. Las pectinas parecen ausentes en las paredes celulares secundarias (ver más abajo). Las pectinas son un componente importante de las paredes celulares, sobre todo en dicotiledóneas. Contribuyen a la fortaleza, porosidad, rigidez y adhesión, también a la extensión de la pared celular y cómo fuente de señales entre células. Son moléculas muy complejas, incluyen a homogalacturanos, xylogalacturanos, apiogalacturanos y ramogalacturanos. Esta variedad hace que la composición en las paredes celulares de distintas células sea muy variada, lo cual afecta a las propiedades de las paredes. Las glicoproteínas de la pared celular suelen ser ricas en prolina, hidroxiprolina y glicina, aminoácidos que se encuentran en secuencias muy repetidas. El tipo de glicoproteína suele variar mucho entre tipos celulares. Una de las glicoproteínas más comunes es la extensina, que es rica en prolinas. Las glicoproteínas tienen una aparente función estructural, aunque también hay enzimas como las peroxidasas, lacasas, fosfatasas, celulasas, pectidasas, entre otras. La calosa es una sustancia que se deposita entre la membrana celular y la pared celular, luego no se puede considera estrictamente como un componente de la pared celular primaria. Se localiza sobre todo rodeando las aberturas de los plasmodesmos. La calosa se sintetiza, se libera y se deposita en respuesta a estrés celular, bien por heridas o por patógenos, y su misión es obliterar el canal del plasmodesmo y cortar o disminuir la comunicación entre células vecinas. También aparece en otros lugares con funciones menos claras, como en los tubos polínicos o en las placas de división celular. Algunas células especializadas tienen otras moléculas particulares. Por ejemplo, en la superficie libre de las células epidérmicas se deposita la molécula cutina y ceras que forman una estructura denominada cutícula. Esta capa, que puede llegar a ser muy gruesa, evita la pérdida de agua y protege frente a patógenos. La suberina se deposita en la pared celular de otras células como las del súber o corcho de la peridermis, en la endodermis de la raíz y en células que envuelven algunos nervios de las hojas. La suberina tiene dos dominios, uno se inserta en la pared primaria y el otro queda entre la pared primaria y la membrana celular. La suberina es un poliéster alifático de largos ácidos grasos y alcoholes grasos, con componentes fenólicos. Se asocian formando polímeros complejos de alto peso molecular que forman una sustancia muy hidrofóbica y resistente a las digestiones. La palabra suberina proviene de súber o corcho. Se puede decir que la pared celular primaria es una armazón de microfibrillas de celulosa, conectadas por moléculas de hemicelulosa y embebidas en una matriz de pectinas. La organización tridimensional de celulosa, hemicelulosa y pectinas no está clara todavía. Se han propuesto varios modelos y el más citado presupone que las moléculas de hemicelulosa se unen estrechamente a las de celulosa por puentes de hidrógeno. Sin embargo, recientemente se ha visto que la hemicelulosa no tiene tantas conexiones con la celulosa como se pensaba y que las pectinas parecen jugar un papel más importante en la compactación de la pared celular. Por ejemplo, parece que las pectinas tienen más enlaces con la celulosa que la hemicelulosa con la celulosa. La pectinas ayudan a la hidratación de la pared celular primaria. Crecimiento celularCuando la pared celular crece hay que distinguir entre crecimiento en grosor (deposición de sucesivas capas) e incremento en longitud, cuando la pared celular incrementa su superficie y la célula puede aumentar su tamaño. El crecimiento de las plantas es sobre todo por crecimiento del tamaño celular, el cual se produce por la fuerza de la presión hidrostática, es decir, por la fuerza que ejerce el agua desde dentro de la célula hacia afuera sobre la pared celular primaria. Aunque depende del tipo celular, las células pueden crecer hasta 10 veces su tamaño. En algunos casos hasta 100 veces. Las células pueden crecer de manera homotrópica, toda la superficie de la pared celular se expande aunque puede ser a diferentes tasas, o heterotrópica, sólo una parte de la superficie de la pared celular se expande (por ejemplo en los tubos polínicos, o en los tricomas). Una célula crece hacia donde menos resistencia encuentre, lo cual depende de la resistencia que oponga la pared celular. Esto condiciona hacia dónde crecerá la célula de la planta, lo que determinará, por ejemplo, la forma de los tallos y hojas, o que crezcan hacia una fuente de luz o no. La resistencia de la pared celular primaria está determinada por la orientación de las fibras de celulosa y por la consistencia en su conjunto. La pared celular primaria es anisotrópica, una consecuencia de la orientación irregular de las fibras de celulosa. Estas fibras son más cortas y más irregulares que en la pared celular secundaria (ver más abajo). Normalmente esta orientación irregular se da en células que crecen o han crecido en todas direcciones. Cuando una célula se expande en una dirección preferente las microfibrillas de celulosa se orientan perpendiculares, a modo de anillos, respecto al eje de crecimiento, y las externas, que ya estaban, se disponen longitudinales a ese eje. Es normal encontrar capas en la pared celular primaria donde las microfibrillas se orientan de manera helicoidal y con una cierta rotación de ángulo respecto a las capas próximas. Un aspecto interesante de la síntesis de pared celular primaria es cómo la célula consigue orientar las moléculas y microfibrillas de celulosa, ya que esto determinará la orientación de las fibrillas y fibras de celulosa. La orientación de las moléculas de celulosa está condicionada por su síntesis y por cómo se van depositando sobre la membrana plasmática, lo que está determinado por los espacios por los que se puede mover por la membrana plasmática el complejo enzimático que las sintetiza: la roseta de celulosa sintasa (Figura 9). Una teoría sugiere que este movimiento depende de la orientación de los microtúbulos corticales que se localizan justo debajo de la membrana plasmática, en el citosol. Estos microtúbulos actúan como barreras que no pueden ser cruzadas por las rosetas de celulosa sintasa. Las enzimas se desplazan por las membrana impulsadas por los polímeros de celulosa que van sintetizando pero sólo hacia donde les permiten los microtúbulos. De esta manera, despolimerizando y polimerizando microtúbulos de nuevo, la célula puede controlar la orientación de las fibras de celulosa. Se ha demostrado que los microtúbulos pueden reordenarse en cuestión de minutos para acomodar estos cambios de orientación. Otros factores extracelulares e intracelulares pueden condicionar también la dirección del movimiento de estos complejos enzimáticos. La consistencia de la pared celular condiciona también cómo va a crecer la célula. Se ha de producir un reblandecimiento o relajación de la pared celular mediante secreción de sustancias a determinadas zonas de la pared. Se ha observado que ésta se hace más blanda en determinados lugares mediante la modificación química de las pectinas y por acidificación, y es en estos lugares donde también se encuentra menos resistencia y por tanto por donde crece la célula. Las pectinas juegan un papel importante en la relajación de la pared celular para el crecimiento. Pueden hidratarse mucho aportando plasticidad a la pared. En concreto, durante el crecimiento se liberan enzimas que cambia la forma molecular de las pectinas inicialmente liberadas o se liberan directamente diferentes tipos de pectinas. Todo ello lleva a una relajación de la pared celular y favorece el crecimiento celular. El calcio es importante para las pectinas puesto que favorece la unión entre ellas, y se libera tras la elongación de la célula. Por ejemplo, las paredes de las células meristemáticas son pobres en calcio. La auxina, una hormona vegetal, provoca acidificación de la pared celular y su relajación mediante la activación de las expansinas, la metil-esterasa de la pectina y las endoglucanasas. Las expansinas no tienen actividad enzimática y su efecto parece dificultar los enlaces de hidrógeno, mientras que las endoglucanasas disminuyen el número de enlaces entre celulosa-celulosa y celulosa-hemicelulosa. Aunque los microtúbulos parecen implicados en determinar cómo crece una célula, se ha encontrado que el crecimiento no uniforme (anisótropo) empieza a detectarse incluso antes de que ocurra la orientación de las fibras de celulosa. Antes de la organización de los microtúbulos y de la orientación de las fibras de celulosa se produce una alteración local o irregular de las pectinas. Por tanto, el inicio del crecimiento heterótropo no se iniciaría con la reorientación de los microtúbulos, sino con la modificación de las pectinas. Incluso se sugiere que la orientación de los microtubulos sería una consecuencia de la alteración de las pectinas y por tanto una respuesta secundaria. 3. pared celular secundariaAquellas células que tienen la misión de soporte y aquellas conductoras que forman parte del xilema desarrollan una capa de pared adicional denominada pared celular secundaria. Se deposita entre la membrana plasmática y la pared celular primaria y el proceso supone la síntesis de numerosas capas de fibras de celulosa que se van añadiendo una detrás de otra por un mecanismo denominado aposición. La síntesis de la pared celular secundaria comienza durante la fase final del crecimiento y extensión de la la pared celular primaria. Una vez sintetizada la pared celular las células mueren por apoptosis. Probablemente son uno de los pocos tipos celulares cuya función se realiza cuando mueren: resistencia mecánica y transporte de savia. Las plantas que crecen en grosor y altura necesitan un gran soporte y desarrollan lo que denominamos madera. La pared secundaria es el principal componente de la madera. ComposiciónLa pared celular secundaria está compuesta sobre todo por celulosa (40-60 % de la masa seca), hemicelulosa (10-40 % del peso seco, sobre todo el xilano) y lignina (10 al 35 % del peso seco). Tiene muy pocas pectinas y carece de glicoproteínas, como proteínas estructurales y enzimas, o al menos no son abundantes. La proporción de celulosa en la pared secundaria es mayor que en la primaria y también posee hemicelulosa en menor proporción. LigninaUna sustancia típica de la pared celular secundaria es la lignina, que es el biopolímero más abundante en las plantas después de la celulosa. La lignina se deposita entre las microfibrillas de celulosa para dar consistencia. Esta molécula permitió a las plantas ganar una consistencia y una resistencia hasta entonces desconocida. Cuando se produce la lignificación de la pared secundaria, parte de estas moléculas pueden también depositarse en la pared celular primaria y en la lámina media. Incluso en las coníferas, la mayor cantidad de lignina se encuentra en la lámina media de la células conductoras. El armazón entrecruzado que forman estas moléculas parece favorecer la eliminación de agua de la pared y por tanto impide el acceso de enzimas hidrolíticas. La pared secundaria tienen un grosor de 2 a 10 µm, está pobremente hidratada y es rígida. Su grosor es mayor que el de la pared primaria, a veces tan grueso que oblitera el interior celular. En algunas células se pueden distinguir tres capas en la pared celular secundaria: S1, S2, y S3, cada una de ellas con orientación diferente de sus fibras de celulosa (Figura 10). Normalmente es la capa S2 la que varía en grosor entre tipos celulares. Las fibras de celulosa se suelen disponer de forma helicoidal. Los restos del citoplasma cuando se desarrolla la pared secundaria se adhieren la capa S3 formando una capa denominada capa verrugosa, por lo irregular de su superficie. La deposición de pared celular secundaria no es muy regular de modo que hay interrupciones en ella. En algunas ocasiones se pueden encontrar células con una parte de su pared que es secundaria y otra parte que es primaria. La deposición irregular de pared celular secundaria en la superficie celular crea estructuras irregulares que son características de algunos tipos celulares. Por ejemplo, las células del protoxilema y del metaxilema presentan un engrosamiento de la pared secundaria que se disponen helicoidalmente a lo largo de la célula (Figuras 11 y 12). Esta disposición asemeja a las tráqueas de los insectos y por ello las células conductoras del xilema se denominan elementos traqueales. Mientras que en las células del xilema secundario hay otros tipos de irregularidades. PunteadurasAunque toda la célula pueda estar rodeada por pared celular secundaria, siempre hay interrupciones o canales en ella a los que se les denominan poros o punteaduras, los cuales se originan cuando se está depositando la propia pared celular secundaria. Estas punteaduras se crean simultáneamente en las dos células vecinas, quedando un canal que permite comunicar el interior de ambas células. Las dos punteaduras alineados de células vecinas están separados por una membrana delgada, denominada membrana de la punteadura, formada por la lámina media modificada y las paredes primarias de las dos células. Las punteaduras, una o varias, se forman allí donde había punteaduras primarias en la pared celular primaria. Las punteaduras tienen diversa morfología (Figura 13). Las simples son básicamente un canal que atraviesa la pared celular con un diámetro similar en toda su longitud o un poco más ancho en las aberturas. Estas punteaduras se encuentran en las células del parénquima, fibras extraxilares y esclereidas. Las punteaduras areoladas son aquellas en las que se forma un reborde en las aberturas, semiareoladas cuando sólo una abertura muestra el reborde (típicamente establecidos entre células conductoras y acompañantes) y las areoladas con toro son aquellas en las que en la lámina media hay un engrosamiento de la pared primaria denominado toro, que actúa como válvula. Las punteaduras areoladas con toro están ausentes de las plantas con flores. Por otro lado hay punteaduras denominadas ciegas cuando la punteadura se abre al espacio intercelular. 3. Formación de la pared celular durante la citocinesisUna célula vegetal nueva no genera toda su pared celular completamente desde cero, es decir, no nace desnuda. Cuando una célula se va a dividir, sus dos células hijas heredan toda la pared celular que produjo su progenitora excepto en aquella zona en la se separarán sus citoplasmas. La formación de esta zona de pared celular desde cero empieza en la anafase tardía de la mitosis, comenzando con ello la citocinesis o división de los citoplasmas (Figuras 14 y 15). Lo primero que se observa durante la citocinesis de las células vegetales es el transporte de vesículas procedentes del aparato de Golgi con contenido para construir la nueva pared, fundamentalmente polisacáridos y glicoproteínas. Este transporte se da desde las dos zonas próximas a los núcleos hasta la zona intermedia donde se formarán la nueva pared. Las vesículas son transportadas por proteínas motoras a lo largo de haces de microtúbulos remanentes del huso mitótico. Hay un haz por cada núcleo y ambos haces se solapan en la zona intermedia. En esta zona de división también se encuentran filamentos de actina orientados perpendicularmente a los microtúbulos. Al conjunto de mitcrotúbulos, filamentos de actina y vesículas se le llama fragmoplasto. El fragmoplasto es la estructura que se encarga de formar la pared celular nueva. Cuando las vesículas llegan a la zona intermedia de división, donde se formará la nueva pared celular, se fusionan entre sí para formar una estructura en forma de placa que separará las dos células y que se orienta perpendicularmente al huso mitótico. A esta placa se le llama placa celular. La placa celular crece de una manera centrífuga, es decir, primero se forma el centro de la placa y luego se va añadiendo más material en los bordes de manera que crece en extensión, pero no en grosor. El fragmoplasto entonces adopta, por despolimerización y polimerización de microtúbulos nuevos, una forma anular y las vesículas se van añadiendo en la periferia de la placa celular. Los bordes de la placa celular se irán extendiendo, haciendo crecer a la placa celular, hasta que entran en contacto y se fusionan con las paredes celulares paralelas al huso mitótico que ya tenía la célula madre. De esta manera, cada célula hija queda rodeada completamente por pared celular. La placa celular, con la llegada de más sustancias desde el aparato de Golgi, sobre todo sustancias pécticas, se transformará en la lámina media. Parece ser que una vez que se ha producido el contacto del borde de la placa celular con la lámina media de la célula madre es cuando se produce una transformación de placa celular en lámina media. El crecimiento de la lámina media es sobre todo centrípeta, es decir, se formará desde los bordes hasta el interior, donde comenzó a formarse la placa celular. La lámina media es la capa de la pared celular que se comparte entre las dos células hijas y ambas contribuyen a su formación. Es una capa muy fina a la que posteriormente se le irán añadiendo las demás para formar una pared celular madura. Independientemente de si la pared celular se sintetiza de nuevo o se añaden nuevas capas durante la maduración, el proceso siempre es de afuera hacia dentro, es decir, la partes más recientes siempre se encuentran más próximas a la membrana plasmática. Un aspecto interesante de la formación de una nueva pared celular durante la citocinesis es dónde y cómo se orientará ese plano de división. Por ejemplo, si será periclinal o anticlinal, o cualquier otra disposición. La posición y orientación del plano de división, y por tanto de la placa celular, se establece incluso antes de la formación de huso mitótico. En la mayoría de las células, antes de la formación del huso mitótico, aparece en la región cortical del citoplasma próxima a la membrana plasmática un entramado de microtúbulos, filamentos de actina y cisternas de retículo endoplasmático a modo de cinturón o anillo denominado banda de preprofase. Este anillo desaparece cuando se empieza a formar el huso mitótico. Y sin embargo, la placa celular se formará donde estaba esta banda de profase. Así, esta banda inicial condiciona la formación y orientación del huso mitótico. Durante la citocinesis también se forman los espacios intercelulares, los cuales son importantes para la difusión de gases y almacenar sustancias de secreción. La mayoría de estos espacios se forman cuando el borde de crecimiento de la lámina media nueva llega a las proximidades de la pared celular primaria de la célula madre, esta lámina media en crecimiento se ramifica y se crean entonces dos frentes de crecimiento que atravesarán la pared celular primaria de la célula madre. Cuando estos frentes alcanzan la lámina media de la célula madre se crea un espacio rodeado por lámina media. Este espacio se convertirá en espacio intercelular. Durante la maduración de los tejidos los espacios intercelulares aumentan y son mayores en los tejidos adultos. La forma normal es por esquizogenia, es decir, por una separación física entre células producida en primer lugar por degradación de la lámina media que permite la separación física y por un crecimiento diferencial celular posterior. Estos espacios son bien patentes en el parénquima lagunar de las hojas. Durante la formación de la pared celular quedan atrapadas cisternas de retículo endoplasmáitico, las cuales inhiben la formación de pared celular y quedarán como discontinuidades, que posteriormente serán los plasmodesmos (ver página de plasmodesmos). Bibliografía Burton R, Gidley MJ, Fincher GF. 2010. Heterogeneity in the chemistry, structure and function of plant cell walls. Naturechemical biology. 6: 724-732. Evert RF. 2006. Esau's plant anatomy: meristems, cells, and tissues of the plant body: their structure, function, and development, 3rd edition. John Wiley and Sons, Inc. ISBN: 9780471738435 Hartholt J, Suttangkakul A, Scheller HV 2010. Biosynthesis of pectin. Plant physiology. 153: 384-395 McFarlane HE, Döring A, Persson S. 2014. The cell biology of the cellulose synthesis. Annual review of plant biology. 65:69-94. Page 10One of the most distinctive characteristics of plant cells with respect to those of animals is the cell wall, which some authors consider as the extracellular matrix of plants. It is the structure that R. Hook saw and drew when he gave name to the cell. The cell wall is located externally to the plasma membrane, is synthetized by the cell itself and consists mainly of cellulose, in addition to other polysaccharides and glycoproteins. Different cell types present differences in composition and organization in their cell wall, depending on the function they are developing. In fact, the different cell types of plants can be identified by the characteristics of their cell wall. The cell wall has a mechanical function. It is responsible for the shape and size of plant cells and provides them with both structural support and protection as an exoskeleton. As a result, it is also responsible for the rigidity of the plant and for keeping its aerial structures and the organs that form it upright. Another of its main functions is to be a means of communication and transport of molecules and water between cells, both between nearby and distant cells. It also participates in the fight against pathogens being able to trigger defense responses, or give texture to the tissues of the fruits. Morphologically, the cell wall is formed by layers or sheets. All cells have at least two: middle lamella and primary wall. The middle lamella is synthetized and shared by cells that are contiguous with each other, while the primary cell wall is synthetized and belongs to each cell. In some plant cells, a third thicker layer called secondary cell wall is deposited. Most of the wood in the trees correspond to the secondary cell wall. MIDDLE LAMELLA The outermost layer of the cell wall and the first to form is the middle lamella. It acts as a glue that binds neighboring cells. It is the only layer synthetized and shared by two contiguous cells. It has an amorphous appearance and is very thin; its thickness is close to the resolution limit of the light microscope. Nevertheless, it does not appear as a well-defined layer even with the electron microscope. In some tissues, there are intercellular spaces and, therefore, the middle lamella has one of their surfaces free. The middle lamella consists mainly of pectins, although it can be lignified in those cells that have a secondary cell wall. PRIMARY CELL WALL The primary cell wall is the first clearly visible layer of the cell wall and is located between the plasma membrane and the middle lamella or, in some cells, between the secondary wall and the middle lamella. It is responsible for the initial shape and size of the plant cell, and determines its subsequent changes in shape and size. It appears in all plant cells and originates during cell division, but the primary cell wall is also synthetized during growth in cell size. In addition, through the life of the cell there is a recycling with degradation and new synthesis of the components of the primary cell wall. In cells that are metabolically active, secretory, or capable of dividing, it remains the only component of the cell wall, in addition to the middle lamella. Plant cells stop growing when the primary cell wall become rigid, which may be due to a change in their composition. The cell wall is a barrier to the free diffusion of molecules between cells; of course, it is much less permissive than the extracellular matrix of animals. However, cells need to communicate with each other. To do this, plant cells create channels that cross the cell walls and allow direct communication between adjacent cytoplasms. These channels are called plasmodesmata. With very few exceptions, all cells in a plant are connected with their neighbors by plasmodesmata. This connection is literal, that is, the plasma membranes of neighboring cells are continuous with each other, so we could say that a plant is a large syncytium. Plasmodesmata can appear concentrated in certain areas of the cell wall forming what are called primary pore fields, which form depressions in the cell wall since its thickness is smaller. In the primary cell wall there are also areas with a greater thinness, although they do not produce interruptions in it, called primary pits; these structures may appear isolated or grouped in areas called primary pit fields. Plasmodesmata are usually concentrated in primary pit fields. Composition The primary cell wall is composed, considering the dry weight, by 25-30% of cellulose, 30% of hemicellulose, 35% of pectins and 1-5% of glycoproteins. The proportion and types of components that constitute the primary cell walls varies between cell types. It has been estimated that more than 2000 genes are required for the synthesis and remodeling of the primary cell wall. Cells with primary cell wall are usually metabolically active. Usually the primary cell wall is thin, around 0.1 µm thick. In addition, the cells that develop secondary cell wall usually have thin primary cell wall. Only a few cells achieve thick primary cell walls, such as some endosperm and collenchyma cells. In any case, the thickness can change according to the conditions in which the cell is located. In the primary cell wall there are pores (not to be confuse with plasmodesmata) with a diameter ranging from 4 to 8 nm, which allow the passage of water, ions and small molecules such as sugars and amino acids, and hormones. Cellulose. Cellulose is the main component of plant walls. It is a linear polysaccharide formed by glucose monomers linked by β(1-4) bonds. The formula is (C6H10O5)n, where n can be greater to 500 per polysaccharide chain. The long cellulose molecules associate with each other through hydrogen bonds and Van der Waals forces to form structures called cellulose microfibrills, formed by 50 cellulose molecules oriented with the same polarity. Microfibrills are associated with each other through bonds formed between them and other carbohydrates, mainly hemicellulose and pectins, which result in fibrils and cellulose fibers, visible under the light microscope. The cellulose fibers can measure about 0.5 µm in diameter and 4 to 7 µm in length. The strength of cellulose fibers is similar to that of steel and the bonds between cellulose molecules by hydrogen bonds make the cellulose microfibrills have crystalline properties in some regions, while the rest acquires paracrystalline properties. As with hyaluronate (hyaluronic acid), cellulose is synthetized in the plasma membrane thanks to the action of cellulose synthase, a transmembrane protein with an amino acid sequence that crosses 8 times the plasma membrane. About 30 genes code for different isoforms of cellulose synthase. This enzyme collects the activated glucose units (UDP-glucose) in the cytosol, makes them cross the membrane and binds them in the exterior of the cell. Up to 36 cellulose synthase enzymes bind at a point on the plasma membrane to form the so-called cellulose synthase complex that is rosette-shaped, and is so large that it can be observed with the electron microscope. Each rosette can synthetize up to 36 molecules of glucose simultaneously. The cellulose molecules that polymerize nearby are joined laterally by hydrogen bonds. These new cellulose molecules are also associated with the microfibrills that had previously formed piles of these microfibrills, fibrils and cellulose fibers. Hemicellulose is actually a family of polysaccharides of 200 to 500 monosaccharides. The type of hemicellulose that appears in the cell wall varies greatly between tissues and cell types. It is synthetized in the Golgi apparatus and is transported to the plasma membrane in vesicles, where it is released by exocytosis. Xyloglucan is the most frequent molecule of hemicellulose. Structurally, hemicellulose is similar to cellulose so it can establish hydrogen bonds with it. As the hemicellulose molecules are synthetized, they coat the cellulose microfibrills, helping to the cohesion to form cellulose fibers. Pectins form a very diverse group of acidic polysaccharides synthetized in the Golgi apparatus and secreted into the cell wall. Together they form a gel-like structure that is located between the cellulose microfibrills. They seem the main responsible for the formation of pores that allow the diffusion of small molecules through the primary wall. Pectins are more abundant in the dicotyledons that in the monocotyledons. For example, grasses contain only traces of pectins. Pectins appear absent in the secondary cell wall (see below). Glycoproteins of the cell wall are usually rich in proline, hydroxyproline and glycine, amino acids that are found in much repeated sequences. The type of glycoprotein usually varies a lot between cell types. One of the most common family of glycoproteins are extensins, which are rich in prolines. The glycoproteins have an apparent structural function, although there are also enzymes such as peroxidases, laccases, phosphatases, cellulases, pectidases, among others. Callose is a substance that is deposited between the plasma membrane and the cell wall; then, it cannot be considered strictly as a component of the primary cell wall. It is mainly located around the openings of the plasmodesmata (see figure). The callose is synthetized, released and deposited in response to cellular stress, either by wounds or by pathogens, and its mission is to obliterate the plasmodesma channel and cut or decrease the communication between neighboring cells. It also appears in other places with less clear functions, such as in the pollen tubes or in the cell plate during cytokinesis. Some specialized cells have other particular molecules. For example, cutineand other waxy polymers are deposited in the free surface of the epidermal cells forming a structure called cuticle (see figure). This layer, which can be very thick, prevents the loss of water and protects against pathogens. The suberin is deposited in the cell wall of other cells such as those of the suber or cork of the periderm, in the root endodermis and in cells that surround some nerves of the leaves. Suberin has two domains, one is inserted into the primary wall and the other is between the primary wall and the plasma membrane. It can be said that the primary cell wall is a framework of cellulose microfibrills, connected by hemicellulose molecules and embedded in a pectin matrix. The three-dimensional organization of cellulose, hemicellulose and pectins is not clear yet. Several models have been proposed and the most cited assumes that hemicellulose molecules bind tightly to cellulose molecules by hydrogen bonds. However, recently it has been seen that hemicellulose does not have as many connections with the cellulose as was thought and that pectins seem to play a more important role in the compaction of the cell wall. For example, it seems that pectins have more links with cellulose than hemicellulose with cellulose. Pectins help to hydrate the primary cell wall. Cell growth When the cell wall grows, it is necessary to distinguish between growth in thickness (deposition of successive layers) and increase in length, when the cell wall increases its surface and the cell increases in size. The growth of the plants is mainly due to cell size growth, which is produced by the force of the hydrostatic pressure, that is, by the force exerted by the water from inside the cell outwards on the primary cell wall. Although it depends on the cell type, cells can grow up to 10 times their size. In some cases up to 100 times. The cells can grow homotrophically, the entire surface of the cell wall expands although it can be at different rates, or heterotropic, only a part of the surface of the cell wall expands (for example in the pollen tubes, or in the trichomes). A cell grows where there is less resistance, which depends on the resistance opposed by the cell wall. This conditions where the cell of the plant will grow, which will determine, for example, the shape of the stems and leaves, or that they will grow towards a light source or not. The resistance of the primary cell wall is determined by the orientation of the fibers of cellulose and by the consistency of the primary cell wall assembly. The primary cell wall is anisotropic, a consequence of the irregular orientation of the fibers of cellulose. These fibers are shorter and more irregular that in the secondary cell wall (see below). Usually this irregular orientation occurs in cells that grow or have grown in all directions. When a cell expands in a preferred direction, the microfibrills of cellulose are oriented perpendicular, in the manner of rings, with respect to the growth axis, and the external ones, which were already there, are arranged longitudinally to that axis. It is normal to find layers in the primary cell wall where the microfibrills are oriented helically and with a certain rotation of angle with respect to the next layers. An interesting aspect of the primary cell wall synthesis is how the cell manages to orient the molecules and microfibrills of cellulose, since this will determine the orientation of the fibrils and fibers of cellulose. The orientation of the molecules of cellulose is conditioned by their synthesis and by how they are deposited on the plasma membrane, which is determined by the spaces through which the enzymatic complex that synthetizes it can move through the plasma membrane: the rosette of cellulose synthase. One theory suggests that this movement depends on the orientation of the cortical microtubules that are located just under the plasma membrane, in the cytosol. These microtubules act like barriers that cannot be crossed by the rosettes of cellulose synthase. The enzymes move through the membrane, driven by the polymers of cellulose that are synthetized but only where microtubules allow them. In this way, by depolymerizing and polymerizing microtubules again, the cell can control the orientation of the fibers of cellulose. It has been shown that microtubules can rearrange in a matter of minutes to accommodate these changes of orientation. Other extracellular and intracellular factors can also condition the direction of movement of these enzymatic complexes. The consistency of the cell wall also determines how the cell will grow. A softening or relaxation of the cell wall must be produced by secretion of substances to certain areas of the wall. It has been observed that it becomes softer in certain places through the chemical modification of the pectins and by acidification; it is in these places where there is also less resistance and, therefore, where the cell grows. Pectins play an important role in the relaxation of the cell wall for growth. They can be hydrated a lot by adding plasticity to the wall. In particular, during growth, enzymes are released that change the molecular form of the pectins initially released or different types of pectins are released directly. All this leads to a relaxation of the cell wall and promotes cell growth. Calcium is important for pectins since it favors the union between them, and is released after the elongation of the cell. For example, the walls of meristematic cells are poor in calcium. Auxins, a class of plant hormones (or plant growth regulators), cause acidification of the cell wall and its relaxation by activating the expansins, the methyl-esterase of pectin and the endoglucanases. The expansins do not have enzymatic activity and their effect seems to hinder hydrogen bonds, while the endoglucanases decrease the number of bonds between cellulose-cellulose and cellulose-hemicellulose. Although microtubules seem involved in determining how a cell grows, it has been found that non-uniform (anisotropic) growth begins to be detected even before cellulose fiber orientation occurs. Prior to the organization of the microtubules and the orientation of the cellulose fibers, a local or irregular alteration of the pectins takes place. Therefore, the initiation of heterotropic growth would not begin with the reorientation of the microtubules, but with the modification of the pectins. It is even suggested that the orientation of the microtubules would be a consequence of the alteration of the pectins and, therefore, a secondary response. SECONDARY CELL WALL Those cells that have the mission of support and those conductors that are part of the xylem develop an additional wall layer called secondary cell wall. It is deposited between the plasma membrane and the primary cell wall and the process involves the synthesis of numerous layers of cellulose fibers that are added one after the other by a mechanism called apposition. The synthesis of the secondary cell wall begins during the final phase of the growth and extension of the primary cell wall. Once the cell wall is synthetized, the cells die by apoptosis. They are probably one of the few cell types whose function, mechanical resistance and sap transport, is performed when they die. Plants that grow in thickness and height need a great support and develop what we call wood. The secondary wall is the main component of the wood. Composition The secondary cell wall is composed mainly of cellulose (40-60% of the dry weight), hemicellulose (10-40% of the dry weight, especially the xylan) and lignin (10 to the 35% of the dry weight). It has very few pectins and lacks glycoproteins as structural proteins and enzymes, or at least they are not abundant. The proportion of cellulose in the secondary wall is greater that in the primary wall and it also has hemicellulose in lower proportion. A typical substance of the secondary cell wall is lignin, which is the most abundant biopolymer in plants after cellulose. The lignin is deposited between the microfibrills of cellulose to give consistency. This molecule allowed the plants gain a consistency and resistance hitherto unknown. When lignification of the secondary wall occurs, part of these molecules can also be deposited in the primary cell wall and in the middle lamella. Even in conifers, the largest amount of lignin is found in the middle lamella of the conductive cells. The cross-linked framework that these molecules form seems to favor the elimination of water from the wall and, therefore, the access of hydrolytic enzymes (see more about lignin here). The secondary wall have a thickness of 2 to 10 µm, is poorly hydrated and is rigid. Its thickness is greater than that of the primary wall, sometimes so thick that it obliterates the interior of the cell. In some cells, three layers can be distinguished in the secondary cell wall: S1, S2, and S3, each with a different orientation of its fibers of cellulose. Usually layer S2 varies in thickness between cell types. Cellulose fibers are usually arranged helically. When the secondary wall develops, the rest of the cytoplasm adhere the layer S3 forming a layer called the warty layer, due to the irregularity of its surface. The secondary cell wall deposition is not very regular so there are interruptions in it. Sometimes, it is possible to find cells with a part of their wall that is secondary and another part that is primary. The irregular deposition of secondary cell wall on the cell surface creates irregular structures that are characteristic of some cell types. For example, the cells of the protoxylem and of the metaxylem present a thickening of the secondary wall that is arranged helically along the cell. This arrangement resembles the tracheae of the insects and thus the conductive cells of the xylem are called tracheal elements. While in the secondary xylem, cells there have other types of irregularities. Pits Although the entire cell may be surrounded by a secondary cell wall, there are always interruptions or channels in it that are called pores or pits, which originate when the secondary cell wall is being deposited. These pits are created simultaneously in the two neighboring cells, leaving a channel that allows to communicate the interior of both cells. A thin membrane, which is called membrane of the pit, separates the two aligned pits of neighboring cells; this membrane is formed by the middle lamella and the primary walls of the two cells. The pits, one or more, are formed where there were primary pits in the primary cell wall. The pits have different morphology. In the simple pits, the pit chamber or hollow area that crosses the cell wall has a similar diameter over its entire length or a little wider in the pit apertures. These pits are found in parenchyma cells, extraxilar fibers and sclereids. The bordered pits are those in which a ridge is formed in the apertures, half bordered pits when only an aperture shows the ridge (typically established between conductive and accompanying cells) and bordered with “torus” are those in which in the middle lamella there is a thickening of the primary wall called a bull, which acts as a valve. The bordered pits with “torus” are absent in flowering plants (angiosperms). On the other hand, there are pits called blind when the pit opens to the intercellular space; that is, it has no complementary pit. CELL WALL FORMATION DURING CELL DIVISION A new plant cell does not generate its entire cell wall completely from scratch, that is, it is not born naked. When a cell is going to divide, its two daughters cells inherit all the cell wall that produced its progenitor except in the area where the cytoplasms will separate. The formation of this cell wall from scratch begins at the late anaphase of the mitosis, beginning with this the cytokinesis or division of the cytoplasms. The first thing observed during the cytokinesis of plant cells is the transport of vesicles from the Golgi apparatus with content to build the new wall, mainly polysaccharides and glycoproteins. This transport is given from the two zones close to the nuclei to the intermediate zone where the new wall will be formed. The vesicles are transported by motor proteins along bundles of microtubules remaining from the mitotic spindle. There is a bundle for each nucleus and both bundles overlap in the intermediate zone. In this division zone, there are also actin filaments oriented perpendicularly to the microtubules. The set of microtubules, actin filaments, and vesicles is called phragmoplast. The phragmoplast is the structure that is responsible for forming the new cell wall. When the vesicles reach the intermediate zone of division, where the new cell wall will form, they fuse together to form a plate-like structure that will separate the two cells and that is oriented perpendicular to the mitotic spindle. This plate is called a cell plate. The cell plate grows in a centrifugal manner, that is, the center of the plate is formed first and then more material is added to the edges so that it grows in extension, but not in thickness. The phragmoplast then adopts, by depolymerization and polymerization of new microtubules, an annular form and the vesicles are added in the periphery of the cell plate. The cell plate edges will be extended, making the cell plate grow, until they come into contact and merge with the cell walls parallel to the mitotic spindle that the mother cell already had. In this way, each daughter cell is completely surrounded by a cell wall. The cell plate, with the arrival of more substances from the Golgi apparatus, especially pectic substances, will be transformed into the middle lamella. It seems that once the contact of the edge of the cell plate with the middle lamella of the mother cell has occurred, it is when there is a transformation of the cell plate in the middle lamella. The growth of the middle lamella is mainly centripetal, that is, it will form from the edges to the interior, where the cell plate began to form. The middle lamella is the layer of the cell wall that is shared between the two daughter cells and both contribute to its formation. It is a very fine layer to which later the others will be added to form a mature cell wall. Regardless of whether the cell wall is synthetized again or new layers are added during maturation, the process is always from the outside in, that is, the more recent parts are always closer to the plasma membrane. An interesting aspect of the formation of a new cell wall during cytokinesis is where and how the division plane will be oriented. For example, if it will be periclinal or anticlinal, or any other orientation. The position and orientation of the dividing plane, and therefore of the cell plate, is established even before the formation of the mitotic spindle. In the majority of the cells, before the formation of the mitotic spindle, a network of microtubules, actin filaments and endoplasmic reticulum cisterns appear in the cortical region of the cytoplasm near the plasma membrane, forming a belt or ring called the preprophase band. This ring disappears when the mitotic spindle begins to form. However, the cell plate will be formed where this preprophase band was located. In such a way that this initial band conditions the formation and orientation of the mitotic spindle. During cytokinesis, intercellular spaces are also formed; they are important for the diffusion of gases and store secretion substances. Most of these spaces are formed when the growth edge of the new middle lamella reaches to the proximities of the primary cell wall of the mother cell. This growing middle lamella branches out and then two growth fronts are created that will cross the primary cell wall of the mother cell. When these fronts reach the middle lamella of the mother cell, a space surrounded by middle lamella is created. This space will become an intercellular space. During the maturation of tissues, the intercellular spaces increase, being greater in adult tissues. The normal form is by schizogenesis, that is, by a physical separation between cells produced first by degradation of the middle lamella that allows physical separation, and by a subsequent cell differential growth. These spaces are very evident in the spongy parenchyma of the leaves. During the formation of the cell wall, cisterns of endoplasmic reticulum are trapped; these cisterns inhibit cell wall formation and remain as discontinuities, which will later become plasmodesmata. Bibliography Evert RF. 2006. Esau's plant anatomy: meristems, cells, and tissues of the plant body: their structure, function, and development, 3rd edition. John Wiley and Sons, Inc. ISBN: 9780471738435. Hartholt J, Suttangkakul A, Scheller HV 2010. Biosynthesis of pectin. Plant physiology. 153: 384-395. McFarlane HE, Döring A, Persson S. 2014. The cell biology of the cellulose synthesis. Annual review of plant biology. 65:69-94. Page 11
Eukaryotic cells are characterized by an ordered and targeted delivery of molecules between the different cellular compartments. Most of this molecular traffic is mediated by vesicles, which are small membrane-bound compartments that transport and deliver soluble and membrane molecules between the cell compartments.
Vesicular trafficking is an interesting evolutionary cell achievement because it can be selected what types of molecules are transported and to what cell compartment they are targeted to. Furthermore, the physiological and molecular identity of each membrane-bound compartment of the cell is mostly determined by the molecules that arrive included in vesicles. If there were no specific delivery of vesicles there would not be cell compartments with specific molecular features.
Vesicles are formed in the membrane of a source compartment (many organelles and plasma membrane can form vesicles) and loaded with molecules to be transported. Once released in the cytosol, vesicles are targeted to other compartment (again, other organelles or plasma membrane). Vesicles have first to recognize the target compartment and then fuse with it. In this way, molecules transported by vesicles will be part of the target compartment. Some these molecules remain in the target compartment as resident molecules that perform the function of the compartment. However, some molecules are included again in new vesicles targeted to other compartment (the target compartment is also a source compartment). Frequently, the source and target compartments are bidirectionally connected, that is, both can send and receive vesicles to/from each other. Vesicles sent back from the target to the source compartment have a recycling purpose. The life of a vesicle is divided in several stages: formation, transport and fusion (Figure 1). Different sets of molecules are needed for each step. a)
Formation. During vesicle formation, several types of proteins are needed for recognizing and fetching cargoes. Cargoes are the molecules to be specifically transported. Another additional set of proteins is involved in bending the membrane and pinching of the vesicle from the source compartment. b) Transport. Before excision from the source compartment, vesicles have to include proteins to interact with motor proteins, which are able to drag the vesicles along the cytoskeleton filaments, either microtubules or actin filaments, to the target compartment. c) Fusion. Finally, vesicles also need to carry proteins to be recognized by the proper target compartment, and to dock and get fused with it.
Vesicle formation in the any source compartment is a very complex molecular process (Figure 2). There are many molecules involved in different aspects of the vesicle formation: selecting the place and starting the whole process, selecting the cargoes, bending and strangling the membrane, removing unnecessary molecules once in the cytosol, etcetera. Vesicle formation is an ordered process where molecules are being recruited in a precise manner. In clathrin coated vesicles of yeast, more than 65 proteins are estimated to be involved during the vesicle formation. In mammals, 50 have being found. All these proteins are cytosolic proteins. Clathrin coated vesicles start with a local increase of the concentration of the PI(4,5)P2 phosphoinositide in the membrane of the source compartment (Figure 2). Then, it captures adaptor proteins, which in turn recruit cargoes and the clathrin coat. It has been suggested that areas of high concentration of cargoes may also trigger the nucleation of the vesicle by fetching adaptor proteins. COPII coated vesicles, however, start vesicle nucleation by the adhesion of Sar1 GTPases molecules to the membrane of the source compartment. Sar1 molecules are activated and recruit adaptor molecules for selecting and capturing cargoes, as well as the COPII coat (Figure 3). There are domains in the source compartments that facilitates the formation of vesicles. For example, COPI-coated vesicles are formed in the transitional regions of the endoplasmic reticulum.
There are three ways a molecule can travel inside a vesicle: as a transmembrane protein, as a ligand linked to a receptor, and unspecifically as a soluble molecule. Adaptor proteins are able to recognize the cytosolic domain of transmembrane proteins of the vesicle membrane. Some of these transmembrane proteins are in turn receptors that recognize and link soluble cargoes that need to be transported. Another way to select the proteins to be included in a vesicle is by the length of the transmembrane segment of some transmembrane proteins, so adaptor proteins are not needed.
The initial set of proteins (GTPases, adaptors, receptors and cargoes) forms a cluster or aggregate in the membrane. After a critical size is reached, the recruitment of more proteins is boosted, which ends with the recruitment of the external coat proteins. To reach and pass this critical size is known as transition point and it means that the vesicle will be formed. If the transition point is not passed, the molecular ensemble set desegregates and disperses again. It seems that the number of cargoes that the initial aggregate manages to gather is important to pass the transition point. It the number of cargoes is not enough, the vesicle does not form. Among the proteins of the external coat, there are proteins in charge of "weaving" all the structure, bend the membrane, set the vesicle internal volume, facilitates the polymerization of actin filament, and "undress" the vesicle after the excision. When the amount of external coat proteins is higher enough (60 % of the total vesicle proteins in clathrin coated vesicles), the membrane starts to bend and the nascent vesicle is visible.
Excision is the detachment of the vesicle from the membrane of the source compartment. Bending a membrane and pinching-off a vesicle is a complex and coordinated process requiring energy and the involvement of a wide variety of proteins. For example, there are proteins that helps with the assembly of the external coat and, at the same time, can insert part of their amino acid sequence into the membrane of the source compartment. These proteins have a molecular domain, known as BAR, that works as a wedge once it is inserted in the membrane, therefore producing curvature of the membrane. Sar1 GTPases participate in the initial bend of the membrane to start a new COPII coated vesicle. In clathrin coated vesicles, polymerization of actin filaments and motor protein myosin also contribute to generate pulling forces that increase the size of the nascent vesicle, and help later during the excision step. Getting a completely free vesicle also needs the participation of dynamins, proteins that localize at the connection neck of the vesicle with the source compartment membrane and strangle this bridge. COPII coated vesicles, however, do not need actin filaments nor dynamin for vesicle excision. After the release of the vesicle, many coat proteins are detached from the vesicle surface and go back to the cytosol as soluble proteins ready for a new round of vesicle formation. In this way, the new vesicle looses many proteins from its surface and can be transported to the target compartment.
Most coat proteins detach from the vesicle once it is free in the cytosol. Two mechanisms are involved: chaperones, such as HSC70, and dephosphorylation of PI(4,5)P2. HSC70 is included in the set of proteins during vesicle excision. Removing the protein coat improve the interaction of the vesicle with the cytoskeleton first, and with the membranes of the target compartment later.
Once free in the cytosol, vesicles are uncoated and dragged to the target compartment. The forces that move the vesicles are mediated by motor proteins associated to microtubules or actin filaments. In animal cells, most of the vesicular trafficking is driven by microtubules, helped by actin filaments. In plant cells, however, actin filaments are the major responsible for vesicular movement in the cytoplasm.
The mechanism to fuse the vesicle and the tartet compartment is complex (Figure 4). It has to be specific to ensure that each vesicle, with a particular set of proteins, is fused to its proper target. Opening and sealing membranes are very difficult tasks because we must jump over a high termodynamic barrier. The process is accomplished in several steps.
The first step for a vesicle to know what is the compartment to fuse with is the initial recognition or tethering. It requires a label, as a postcode, in the vesicle to be recognized by the tethering complexes in the membrane of the target compartment. Tethering complexes are long proteins that work as fishing rods that can physically link the vesicle. There are several types: golgins, CORVET, Dsl1, exocysto, GARP/VFT, HOPS/Class C VPS, TRAPPI y TRAPPII, which are distributed in different cell compartments (Figure 5). Tethering complexes can change between straight and bent conformation, and can reach more than 200 nm in length, which means that they can be very long fishing rods. Initially, they capture the vesicle, therefore, their differential distribution is important for selective vesicle capture. For example, cis, intermediate and trans cisterns of the Golgi apparatus house different tethering complexes.
The recognition happening during tethering is necessary for the next steps. MTC (multi-tethering complex) are also involved in getting the vesicle closer to the membrane of the target compartment to make possible the recognition by SNARE proteins (Figure 4). In humans there are 37 different SNARE. They are transmembrane proteins that can be t-SNARE (t: target) and v-SNARE (v: vesicle). v-SNARE are included in the vesicle during vesicle budding and t-SNARE are in the membranes of the target compartment. The interaction between v- and t-SNARE gets the vesicle and the target compartment membrane much closer, releasing energy at the same time, which is needed for the fusion of the two membranes. SNARE proteins are another checkpoint that makes sure that the vesicle is fusing with the proper target compartment. However, other proteins are also involved in this fusion step. For example, actin filaments have also a role during the fusion of vesicles, at least during regulated exocytosis. Bibliography Borgese N. Getting membrane proteins on and off the shuttle bus between the endoplasmic reticulum and the Golgi complex. Journal of cell sciences. 2016. 129: 1537-1545. Budnik A, Stephens EJ. ER exit sites – Localization and control of COPII vesicle formation. FEBS letters. 2009. 583: 3796–3803. Cai H, Reinisch K, Ferro-Novick S. Coats, tethers, Rabs, and SNAREs work together to mediate the intracellular destination of a transport vesicle. Developmental cell. 2007. 12:671-682. Kaksonen M, Roux A. Mechanisms of clathrin-mediated endocytosis. Nature reviews in mollecular cell biology. 2018. doi:10.1038/nrm.2017.132. Kuhlee A, Raunser S, Ungermann C. Functional homologies in vesicle tethering. FEBS letters. 2015. 589:2487-2497. Maldonado-Baez L, Wendland B. Endocytic adaptors: recruiters, coordinators and regulators. Trends in cell biology. 2006. 16:505-513. Martens S, McMahon H T. Mechanisms of membrane fusion: disparate players and common principles. Nature reviews in molecular cell biology. 2008. 8:543-556. Tran DT, Ten Hagen KG. Real-time insights into regulated exocytosis. Journal of cell science. 2017. 130:1355-1363. McNiven MA, Thompson HM. Vesicle formation at the plasma membrane and trans-Golgi network: the same but different. Science. 2006. 313:1591-1594. Weinberg J, Drubin DG. Clathrin-mediated endocytosis in budding yeast. Trends in cell biology. 2012. 22:1-13. Witkos TM, Lowe M. Recognition and tethering of transport vesicles at the Golgi apparatus. Current opinion in cell biology. 2017. 47:16–23. Page 12Las células eucariotas se caracterizan por el reparto ordenado y dirigido de moléculas entre sus diferentes compartimentos mediado por vesículas. Las vesículas son pequeños compartimentos delimitados por una membrana que transportan moléculas solubles y moléculas de membrana, que viajan en su interior o formando parte de la propia membrana de la vesícula, respectivamente. El transporte vesicular supone una gran ventaja puesto que se puede seleccionar qué moléculas deben transportarse y a qué compartimento diana deben dirigirse. Pero ademas, las moléculas que llegan en las vesículas son necesarias para establecer identidad del propio compartimento y por tanto para determinar las funciones que éste puede llevar a cabo. Si no existiera especificidad en el reparto no habría compartimentos diferentes. Las vesículas se forman en el compartimento fuente y se cargan con aquellas moléculas que deben ser transportadas. Una vez liberadas en el citosol, las vesículas son dirigidas hacia el orgánulo o compartimento diana, al cual reconocen, y con el que finalmente se fusionan. Entonces, las moléculas transportadas formarán parte del orgánulo diana y serán las responsables de su función. Sin embargo, otras moléculas sólo estarán de paso en ese compartimento y serán empaquetadas de nuevo en otras vesículas para dirigirse a otro compartimento celular. Algunas moléculas volverán desde el compatimento diana al compartimento fuente del que partieron en un transporte de reciclado. Hay que tener en cuenta que la mayoría de los compartimentos funcionan tanto como compartimento fuente como compartimento diana al mismo tiempo. Es frecuente que cuando un compartimento envía vesículas a otro, suele recibirlas también de este último. Así, la mayoría del tráfico vesicular entre dos compartimentos es bidireccional. Lara formar una vesícula funcional se necesitan multitud de herramientas moleculares (Figura 1): a) Moléculas para reconocer y atrapar a las moléculas que se han de transportar. Otras moléculas adicionales tienen como misión formar la vesícula a partir de las membranas del orgánulo fuente. b) La vesícula debe conseguir proteínas para interactuar con elementos del citoesqueleto para transportar a las vesículas desde el orgánulo fuente hasta el diana. c) Por último deben incorporar moleculas para permitir a la vesícula reconocer y fusionarse con el orgánulo diana apropiado. 1. Formación de vesículasLa formación de una vesícula en cualquier compartimento fuente es un proceso complejo (Figura 2). Participan numerosas moléculas: las que delimitan el sitio de formación de la vesícula e inician el proceso molecular, las que seleccionan a las moléculas que tienen que ser transportadas, las que participan en la formación y escisión de la propia vesícula, las que permiten posteriormente deshacerse de las proteínas de recubrimiento, etcétera. La formación de una vesícula es un proceso ordenado de reclutamiento de moléculas. En el caso de las vesículas recubiertas por clatrina, en levaduras se estima que más de 65 proteínas diferentes intervienen en el proceso formación, y en las células de mamíferos unas 50, todas ellas provenientes del citosol. NucleaciónEn las vesículas recubiertas por clatrina la nucleación se inicia mediante una concentración alta y localizada del fosfoinosítido PI(4,5)P2 en la membrana, el cual capta a las moléculas adaptadoras, que a su vez reclutará a las cargas y la cubierta de clatrina. Se ha sugerido que también concentraciones de cargas en lugares concretos de la membrana ayudarían a captar a las proteínas adaptadoras. En las vesículas COPII la nucleación se produce mediante el reclutamiento de proteínas GTPasas Sar a la membrana del orgánulo fuente. Cuando las moléculas Sar son activadas en la membrana del orgánulo fuente se encargan de reclutar a otras proteínas encargadas de seleccionar de manera específica a las cargas y a las proteínas que formarán la cubierta (Figuras 2 y 3). Hay regiones en las membranas del compartimento fuente que favorecen esta nucleación, como las zonas de transición del retículo endoplasmático. CargasEn una vesícula se puede viajar de tres maneras: como proteína transmembrana, como ligando unido a un receptor y como molécula disuelta en el contenido de la vesícula. Las proteínas adaptadoras son capaces de reconocer secuencias señal en los dominios citosólicos de las proteínas transmembrana, algunas de ellas reconocerán a su vez a las proteínas del interior del orgánulo fuente que deben ser transportadas. Otra forma de seleccionar moléculas para incorporarlas en una vesícula es por la longitud de los dominios transmembrana de la proteína. PlegamientoEl conjunto inicial de proteínas (GTPasas, adaptoras, cargas, etcétera) se asocian formando agregados en la membrana. Cuando se alcanza una concentración crítica se dispara el reclutamiento de otras proteínas que terminarán de formar la cubierta de la vesícula. A este momento se le llama punto de transición, y una vez alcanzado la vesícula se formará. Si no se pasa el punto de transición las moléculas que forman los agregados iniciales pueden volver a segragarse en la membrana. Aparentemente, el número de cargas que ha conseguido reunir la vesícula es importante para que termine de formarse la vesícula. Si no es suficiente la vesícula no ser formará. Entre las proteínas de la cubierta externa están aquellas que permiten entrelazar todo el entramado proteico existente, curvar la membrana y dar volumen a la vesícula incipiente, servir de centros de nucleación de actina o permitir desnudar a la vesícula de estas cubiertas tras la escisión. Cuando las proteínas de la cubierta externa superan una cantidad (para la clatrina podría ser superior al 60 % del total que formará la vesícula) es cuando la curvatura de la membrana empieza a ser visible. EscisiónLa escisión es la separación de la vesícula de la membrana madre. Curvar la membrana de una vesícula y escindirla del compartimento fuente es un proceso coordinado que requiere energía y la participación de varias proteínas. Por ejemplo, hay proteínas que ayudan a las proteínas de la cubierta externa y que se insertan en una monocapa de la membrana gracias a unas secuencias de aminoácidos denominadas BAR que son capaces de generar curvatura en diferentes momentos de la formación de la vesícula. Por ejemplo, la proteínas GTPasa Sar1 participa en la fase inicial de la curvatura. La polimerización de filamentos de actina y la acción de la miosina son también necesarios para generar fuerzas motoras que ayudan en la protusión y posteriormente en la esción de las vesículas recubiertas por clatrina. La escisión o la independencia física de la vesícula respecto al compartimento fuente requiere de curvatura, fuerza motora, pero también de otras proteínas, denominadas dinaminas, que estrangulan la comunicación membranosa entre el compartimento fuente y la vesícula. Las vesículas recubiertas por COPII no precisan ni de dinamina ni de filamentos de actina para su formación. Tras la escisión muchas de las proteínas que envuelven a la vesícula son liberadas y devueltas al citosol para realizar un nuevo ciclo con la formación de una nueva vesícula, de manera que tenemos una vesícula casi desnuda. 2. ViajeTras la separación del compartimento fuente se produce la eliminación de la cubierta. Hay dos mecanismos que favorecen la eliminación de las proteínas de la cubierta de la clatrina. Una la acción de chaperonas, como la HSC70, la otra es la defosforilación de PI(4,5)P2. La HSC70 se incorpora en la fase de escición de la vesícula. La liberación de la cubierta de las vesículas permite que éstas puedan interactuar con el citoesqueleto y el compartimento diana. Tras la separación del compartimento fuente, y la liberación de la cubierta, la vesícula es dirigida hacia el compartimento diana. Este viaje está mediado por proteínas motoras y elementos del citoesqueleto, tanto filamentos de actina como microtúbulos. En las células animales los microtúbulos juegan un papel importante en el tráfico de las vesículas, aunque también participan los filamentos de actina. Sin embargo, en las plantas el tráfico vesicular está fundamentalmente mediado por los filamentos de actina. 3. Fusión de vesículasEl mecanismo de fusión de una vesícula con su compartimento diana es complejo (Figura 4). Ha de ser selectivo puesto que la célula ha de asegurarse de que una vesícula sólo se fusiona con aquel compartimento para el que las moléculas que transporta han sido destinadas. Pero además, abrir y fusionar membranas supone saltar una barrera termodinámica importante. Esto se hace en pasos sucesivos. AnclajeEl primer paso es un reconocimiento inicial o anclaje (en inglés: "tethering"). Esto requiere que haya una especie de etiqueta a modo de código postal en la vesícula que sea reconocida por el compartimento con el que se ha de fusionar. Este reconocimiento inicial es similar al de una caña de pescar anclada en el compartimento diana que reconoce y ancla ("pesca") una vesícula que tiene unas determinadas moléculas. Las "cañas" de pescar son unos complejos proteicos asociados a las membranas del compartimento diana. Hay distintos tipos complejos: Golginas, CORVET, Dsl1, exocysto, GARP/VFT, HOPS/Class C VPS, TRAPPI y TRAPPII, que se distribuyen de forma selectiva en distintos compartimentos (Figura 5). Estos complejos pueden cambiar entre estado estirado y contraído, pudiento en algunos casos medir más de 200 nm de longitud, lo que indica que es una caña molecular bastante larga. La presencia de estas moléculas es suficiente para capturar vesículas ("tethering") y su localización diferencial en los diferentes compartimentos del Golgi (cis, medio y trans) permite seleccionar qué vesículas se capturan en cada dominio. Atraque y fusiónEl reconocimiento inicial descrito anteriormente es esencial para los pasos posteriores. Otras proteínas actúan después llamadas proteínas MTC ("multi-subunit tethering complex") que acercan aún más la membrana vesicular a la membrana del compartimento diana para que se pueda dar otro reconocimiento adicional entre otras proteínas denominadas SNARE. Son proteínas transmembrana (en humanos hay 37 diferentes) de las cuales hay dos tipos: v-SNARE y t-SNARE. Las v-SNARE se incorporan en la vesícula durante su formación en el compartimento fuente y las t-SNARE se encuentran en las membranas del compartimento diana. La interacción entre v-SNARE y t-SNARE provoca un acercamiento mucho mayor de las membranas de la vesícula y del compartimento diana, liberando además la energía necesaria para la fusión de ambas membranas. Sin embargo, para la fusión de la membrana vesicular y del compartimento fuente, otras proteínas parecen cooperar con las proteínas SNARE. Las SNARE son otra capa de especificidad en el reconocimiento del compartimiento diana por una vesícula determinada. Los filamentos de actina parecen tener un papel relevante en la fusión de las vesículas, al menos durante la secreción regulada. Bibliografía Borgese N. Getting membrane proteins on and off the shuttle bus between the endoplasmic reticulum and the Golgi complex. Journal of cell sciences. 2016. 129: 1537-1545. Budnik A, Stephens EJ. ER exit sites – Localization and control of COPII vesicle formation. FEBS letters. 2009. 583: 3796–3803. Cai H, Reinisch K, Ferro-Novick S. Coats, tethers, Rabs, and SNAREs work together to mediate the intracellular destination of a transport vesicle. Developmental cell. 2007. 12:671-682. Kaksonen M, Roux A. Mechanisms of clathrin-mediated endocytosis. Nature reviews in mollecular cell biology. 2018. doi:10.1038/nrm.2017.132. Kuhlee A, Raunser S, Ungermann C. Functional homologies in vesicle tethering. FEBS letters. 2015. 589:2487-2497. Maldonado-Baez L, Wendland B. Endocytic adaptors: recruiters, coordinators and regulators. Trends in cell biology. 2006. 16:505-513. Martens S, McMahon H T. Mechanisms of membrane fusion: disparate players and common principles. Nature reviews in molecular cell biology. 2008. 8:543-556. Tran DT, Ten Hagen KG. Real-time insights into regulated exocytosis. Journal of cell science. 2017. 130:1355-1363. McNiven MA, Thompson HM. Vesicle formation at the plasma membrane and trans-Golgi network: the same but different. Science. 2006. 313:1591-1594. Weinberg J, Drubin DG. Clathrin-mediated endocytosis in budding yeast. Trends in cell biology. 2012. 22:1-13. Witkos TM, Lowe M. Recognition and tethering of transport vesicles at the Golgi apparatus. Current opinion in cell biology. 2017. 47:16–23. Page 13 Índice de la página El cambio de estado de la cromatina durante el ciclo celular es dramático. En la interfase una gran parte tiene una organización laxa y desempaquetada (eucromatina), aunque otra parte está condensada (heterocromatina). Durante el funcionamiento normal de la célula hay porciones de cromatina que alternan entre los estados laxo y condensado. Estas transiciones en el grado de organización del ADN son imprescindibles para el funcionamiento celular. Durante este periodo tienen que transcribirse (leerse) una gran cantidad de genes y por tanto ser accesibles a las polimerasas y factores de transcripción, por lo que la cromatina ha de estar descondensada. Sin embargo, durante la mitosis la cromatina alcanza un alto grado de compactación y organización para formar los cromosomas. En esta etapa del ciclo celular lo que prima es el reparto y la segregación del ADN entre las células hijas, lo que se hace mejor si la cromatina está bien empaquetada y dividida en porciones discretas, los cromosomas. Empaquetar la cromatina en cromosomas discretos para su posterior separación en mitosis se lleva a cabo, además de por las histonas, por un grupo de proteínas denominadas SMC (structural maintenance chromosome). Éstas son las cohesinas y las condensinas. 1. CohesinasLa primera función que fue atribuida a las cohesinas (Figura 1), y por la cual llevan su nombre, es la de mantener las cromátidas hermanas unidas durante el ciclo celular hasta su correcta segregación en la anafase. En la levadura Saccharomyces cerevisae se ha comprobado que los complejos de cohesina se ensamblan a las cromátidas en las fases G1 y S del ciclo celular, al tiempo que éstas se replican. Este proceso se conoce como "carga" y es dependiente de ATP. Durante la mitosis es esencial en primer lugar la ordenación de los cromosomas en la placa metafásica y en segundo lugar la pérdida de cohesión entre cromátidas hermanas que permita la migración a polos opuestos durante la anafase. Este proceso es posible por la liberación de forma abrupta de las cohesinas que dejan de enlazar a las cromátidas hermanas. Proceso que ha de coordinarse de forma estricta con el cambio de metafase a anafase, es decir, con la puesta en marcha de los mecanismos de tracción de los microtúbulos del huso mitótico. La acción simultánea de la separación de cromátidas y la tracción de los microtúbulos es el resultado de un mecanismo de convergencia entre dos vías moleculares que se inician antes en el tiempo y que están disparadas por la enzima quinasa dependiente de ciclina M (M-cdk). Al llegar a la fase M la cohesina une cromátidas hermanas en toda su extensión (Figura 2), pero la M-cdk, entre los estados de profase y prometafase, fosforila directamente a un componente del complejo de la cohesina denominado kleisina (ver esquema molecular de la cohesina), lo que provoca la disociación de la cohesina de los brazos de las cromátidas pero no de los centrómeros, por lo que las cromátidas permanecen unidas por este punto. Las cohesinas del centrómero evaden esta fosforilación por la actividad de una proteína fosfatasa PP2A que se encuentra asociada a esta región. De este modo, las cromátidas hermanas enlazadas por el centrómero pueden disponerse de forma ordenada en la placa metafásica. La M-cdk también ha fosforilado en las primeras etapas de la mitosis el complejo proteico APC (factor promotor de la anafase; en inglés: anaphase promoting factor), el cual disociará el dímero proteico securina-separasa. La misma M-cdk se ha encargado de fosforilar a proteínas que hacen que el citoesqueleto del huso mitótico cree las fuerzas que arrastrarán y separarán las cromátidas, ya desunidas. Estas fuerzas se manifiestan durante durante toda la mitosis. Las cohesinas son también esenciales en el reparto de cromosomas durante la meiosis, pero aquí su actuación es más compleja que en la mitosis debido a que los procesos de segregación de los cromosomas son también más complejos. En la primera división meiótica los complejos de cohesina se disponen entrelazando tanto a las cromátidas hermanas (en los brazos y en el centrómero), al igual que ocurría en la mitosis, como a los brazos de los cromosomas homólogos, manteniendo así la cohesión de los bivalentes. De esta manera pueden permanecer unidos hasta su adecuada ordenación en el plano ecuatorial en la metafase I. Al comienzo de la anafase I, a través de la vía dependiente de separasa, se desligan los complejos de cohesina presentes en los brazos cromosómicos, los que enlazan cromátidas hermanas y los que unen cromosomas homólogos. De nuevo las cohesinas de la región centromérica conservan la unión existente entre cromátidas hermanas. Cada homólogo, con su par de cromátidas, migra a polos opuestos. Así concluye la primera división meiótica. Alcanzada la segunda división meiótica, en la prometafase II, los cinetocoros hermanos se asocian a los microtúbulos de polos opuestos celulares, aún con las cohesinas dispuestas en la región del centrómero. En la prometafase II tardía de mamíferos, la interacción de los microtúbulos de polos opuestos con los cinetocoros hermanos genera tensión en el centrómero desencadenando la deslocalización de la fosfatasa PP2A de los centrómeros y en la transición metafase II/anafase II, la separasa puede romper las uniones de las cohesinas centroméricas provocando la segregación de las cromátidas, al igual que ocurría en la mitosis. Al margen de su función de cohesión entre cromátidas hermanas a lo largo del ciclo celular, a las cohesinas se les han atribuido también papeles en la reparación de ADN, en el control de la expresión génica y en otros nuevos roles que están siendo descubiertos en procesos bioquímicos ajenos a los aquí descritos. CondensinasFigura 3. Esquema de la estructura y composición molecular de la condensina (Imagen preparada por Ángela L. Debenedetti y Daniel García, alumnos de 4º de Biología. Modificado de Maeshima y Eltsov, 2008). La condensación cromosómica resulta esencial por dos motivos. La primera es compactar la cromatina para formar los cromosomas y permitir así formar una estructura robusta que permita soportar el estrés de tracción al que se ven sometidos durante la segregación cromosómica. Por otra parte, sería difícil pensar en una segregación correcta del ADN entre las células hijas si la cromatina estuviese descondensada por todo el núcleo, se darían enrollamientos entre hebras de cromatina que impedirían su reparto. En esta compactación participan las condensinas (Fgiura 3). Se ha demostrado in vitro que el complejo SMC (ver el esquema del complejo molecular de la condensina) induce la tensión del DNA en un proceso dependiente de ATP. Primeramente, y en presencia de la enzima topoisomerasa I, induce el superenrollamiento de la cromatina. En segundo lugar, promueve la formación de lazos, en colaboración con la enzima topoisomerasa II. Se cree que los mismos procesos ocurren en las células durante la profase. Las condensinas tienen dos funciones: una dependiente de ATP para enrollar dobles hélices cercanas de DNA, y otra independiente que ayudaría en la re-hibridación de las dos cadenas. El ATP parece esencial para la carga de la condensina en la cromatina, mientras que la hidrólisis afecta a la correcta localización y la formación de organizaciones más complejas de la cromatina. Se cree que el dímero de subunidades SMC de la condensina puede aumentar el ángulo de apertura de sus brazos y asociarse a regiones distantes de las moléculas de DNA por interacción de éstas con los dominios de sus cabezas. A continuación, la estructura del dímero regresa a su estado inicial, induciendo una fuerza de tracción en el DNA que promueve su plegamiento formando un lazo (Figura 4). Mediante interacciones entre los dímeros SMC de distintos complejos de condensinas se formarían estructuras nucleoproteicas de mayor orden en disposición de anillos o hélices. Todo ello permite la condensación de la cromatina resultando en los cromosomas mitóticos. Todos los organismos tienen algún tipo de condensina, incluidas las bacterias. Los hongos sólo tienen condensina I, sin embargo las algas tienen dos. Los hongos perdieron una. C elegans tiene tres condensinas. Los animales y las plantas tienen dos condensinas: I y II. La proporción de condensina I respecto a la II es aproximadamente 1 en la línea celular humana HeLa, pero 5 a 1 en Xenopus, y 10 a 1 en pollos. Las condensinas I y II actúan en diferentes etapas del proceso de compactación de los cromosomas. La condensina I se concentra en los cromosomas en profase y desaparece de ellos en telofase. Está en el citoplasma durane la interfase, aunque puede persistir un conjunto de ellas en G1, que luego desaparece. La II se asocia a la cromatina en interfase y se concentra en los cromosomas en profase. Su función en interfase no está clara pero podría influir en la organización de la cromitina. La condensina II participaría en una fase temprana de condensación cromosómica, mientras que la condensina I, ayudada por la condensina II, será la que da forma y estabiliza los cromosomas en una fase de condensación más tardía. La distribución espacial y temporal desigual determina el momento de acceso de las condensinas al material genético. Así, la condensación inicial de la cromatina durante la profase se produce por la actividad de la condensina II, gracias a que es fosforilada por diferentes quinasas. Al final de la profase la envuelta nuclear se desorganiza y la condensina I, que se encontraba en el citoplasma, tiene acceso a la cromatina. Entonces las actividades conjuntas de las condensinas I y II ayudan a compactar el ADN hasta los niveles vistos en los cromosomas metafásicos (Figura 5). Las condensinas no se unen aleatoriamente al cromosoma. Tienen preferencias por centrómeros, telómeros, genes, y a regiones de comienzo y finalización de la transcripción, luego puede que su función se más que meramente estructural. Además, la condensina I se une específicamente a la histona H2A y H4 durante la mitosis. A pesar de que los cromosomas de vertebrados son capaces de compactarse casi espontáneamente, en ausencia de condensinas pierden su arquitectura organizada durante la anafase. Además, se supone que los complejos de condensina deben permanecer activos tras el cese de la actividad Cdk a medida que transcurre la anafase, con el fin de garantizar la correcta migración de los cromosomas a los polos opuestos. La actuación de las condensinas en la compactación meiótica de la cromatina todavía no ha sido estudiada con detalle, por lo que no podemos aportar datos en lo que atañe a este mecanismo. Los papeles de la condensina II se intuyen por mutantes que carecen de ella: se pierde condensación axial con cromomas más largos y curvados, las cromátidas parece más enredadas, también en anafase. También hay una profase más corta. Cuando falta la condensina I se produce sin embargo una falta en la condensación lateral, falla la citocinesis y las células se vuelven poliploides. CromosomasLas condensinas también se han relacionado con la regulación de la compactación de la cromatina durante la interfase. Al alterar el grado de compactación de la cromatina permiten o deniegan el acceso de la maquinaria de transcripción a las regiones génicas. Pero parece que este mecanismo regulatorio está basado en otras rutas moleculares distintas a las que actúan durante la mitosis, aunque también participen las condensinas. Se ha descrito la acción de las condensinas y de las cohesinas por separado pero ambas actúan conjuntamente y de forma coordinada durante la división celular. En el siguiente esquema se resumen ambas actuaciones (Figura 6). Figura 6. Acción conjunta de las cohesinas y las condensinas. (Imágenes preparada por Ángela L. Debenedetti y Daniel García, alumnos de 4º de Biología. Modificado de Maeshima y Eltsov, 2008). Bibliografía específica Barbero JL. 2009. Cohesins: chromatin architects in chromosome segregation, control of gene expression and much more. Cellular and molecular life sciences. 66:2025-2035. Hirano T. 2005. SMC proteins and chromosome mechanics: from bacteria to humans. Phylosophical transactions of the Royal Society B. 360:507-514 Hudson DF, Marshall KM, Earnshaw WC. 2009. Condensin: Architect of mitotic chromosomes. Chromosome Research. 17:131-144 Kalitsis P, Zhang T, Marshall KM, Nielsen GF, Hudson DF. 2017. Condensin, master organizer of the genome. Chromosome research. 25:61-76 Maeshima K, Eltsov M. 2008. Packaging the genome: the structure of mitotic chromosomes. Journal of biochemistry. 143:145-53. Nashmyth K, Haering CH. 2005. The structure and function of SMC and kleisin complexes. Annual Review of Biochemistry. 74:595-648 Ono T, Fang Y, Spector DL, Hirano T. 2004. Spatial and temporal regulation of Condensins I and II in mitotic chromosome assembly in human cells. Molecular biology of the cell. 15:3296-3308 Peters JM. 2008. The cohesin complex and its roles in chromosome biology. Genes and sevelopment. 22: 3089-3114 Uhlmann F, Lottspelch F, Nasmyth K. 1999. Sister chromatid separation at anaphase onset is promoted by cleavage of the cohesin subunit Scc1. Nature. 400, 6739:37-42 Page 14 This page content
Chromatin organization changes dramatically during the cell cycle. During interphase (G1, S and G2 phases), a large part of the chromatin remains loose and non-condensed (euchromatin), and the other part appears in a condensated state (heterochromatin). There are chromatin regions that can alternate between condensed and non-condensed states during the normal behavior of the cell. Many genes have to be expressed during interphase, and they need to be accessible to RNA polymerases and transcription factors, which is easier in a less condensated state of the chromatin. However, during mitosis (M phase), chromatin achieves a highly degree of compaction and organization to form chromosomes. Segregation of chromosomes between the two daughter cells is a very important process during cell division. The condensation of chromatin to form chromomas is consequence of histone modifications. In addition, a group of proteins known as SMC (structural maintenance chromosome) are involved in this compaction mechanism. Cohesins and condensins are SMC proteins.
Figura 1. Structure and molecular composition of cohesin SMC 1 and 3 (image prepared by Ángela L. Debenedetti y Daniel García, Biology students . Adapted from Barbero 2009). The first function granted to cohesins (Figure 1), and that is why their name, is to keep sister chromatids together along the cell cycle untill they are separated in anaphase. In Saccharomyces cerevisae, a yeast, cohesin complexes are attached to chromatin in G1 and S phase, at the same time that DNA is been replicated. This proces is known as "loading", and is ATP dependent. During mitosis, a correct order of chromosomes in the metaphase plate is essential. It is also crucial the lost of cohesion between sister chromatides that allows the migration of each chromatid to opposite mitotic spindle poles during anaphase. This mechanism of instant and coordinate segregation is possible because choesins stop linking sister chromatids between each other. The process must occur in all chromosomes at the same time and it must be coordinated with the microtubule motor proteins movements and polymerization and depolymerization of microtubles of the spindle pole. Separation of sister chromatids and microtubule-related activity happening at the same time is the result of the convergence of two molecular pathways that are initiated by the activity of the cyclin M dependent kynase enzyme, M-CdK. At the beginning of mitosis, cohesins make links between sister chromatids, along the whole length of chromatids (Figure 2). M-CdK phosphorylates kleisin, a component of cohesins (Figure 1), during prophase and prometaphase, leading to the dissociation of cohesins from chromatid arms but remaining at the centromere region. Thus, chromatids remain attached through centromeres. Phosphorylation of centromere cohesins is prevented by the PP2A phosphatase, which is associated with this region. In this way, chromosomes (sister chromatids attached through centromeres) are lined up in the metaphase plate.
Figure 2. Cohesin function during mitosis. Cohesins keep sister chromatids attached from prophase to anaphase. M-CdK starts three molecular processes that converge in the M phase: it stimulates the formation of the mitotic spindle, disconnects cohesins located outside centromes, triggers the separase-securin complex, allowing separase to remove shugoshin-PP2A, which maintains centromeres together thanks to cohesins, and then anaphase is able to start (image prepared by L. Debenedetti y Daniel García, biology students, adapted from Barbero 2009). During the first stages of mitosis, M-CdK phosphorylates the complex APC (anaphase promoting factor) that splits the separase-securin complex. M-CdK also phosphorylates proteins that makes possible microtubules and proteins of the mitotic spindle to drag and separate the sister chromatids, once chromatids are disengaged between each other. These forces are performed during the mitosis time. Choesins are also mayor players in the chromosome movement during meisois. The behavior of chromosomes during meiosis is much more complex than in mitosis, and so do is the function of cohesins. During the first mioitic division, cohesins are linking both the sister chromatids (arms and centromeres) and homologous chromosomes, keeping the bivalent chromosomes together for the proper lining up in the equatorial plate of metaphase I. At the beginning of anaphase I, mediated by separase proteins, cohesins detach from both the chromosome arms or sister chromatids and chromatids of homologous chromosomes. Again, cohesins of centromeric regions remain attached. Each homologous chromosome, with the two sister chromatids, migrates to oposite spindle poles. In this way, the first meiotic division ends. In the second mioitic division, in prometaphase II, the kinetochores of each chromosome get attached to microtubules coming from opposite spindle poles, respectively. Cohesins are still linked to the centromeric regions. In prometaphase II, at least in mammals, microtubules cause mechanical forces in the centromere regions leading to relocation of PP2A phosphatase from centromeres and, mediated by separase proteins, the cohesin release from centromeres. It happens during metaphase II/anaphase II transition. As happened in mitosis, sister chromatids are freed and can be moved to oposite spindle poles to form haploid cells. Cohesins have been involved in other functions like DNA repairing, control of gene expression, and with different new roles in biochemical processes non-related with chromosome behavior during M phase. 2. Condensins
Figure 3. Structure and molecular composition of a condensin (image prepared by Ángela L. Debenedetti y Daniel García, Biology students . Adapted from Maeshima y Eltsov, 2008). Condensation of chromatin in chromosomes is good mechanism for withstanding the traction forces working in mitosis during methaphase and anaphase. Furthermore, it would be difficult a correct distribution of chromatin between daughter cells if DNA were loose and evenly distributed through the nucleus. There would be a massive entangling of DNA strands that would hamper the DNA integrity and an equal allocation between the two new cells. Condensins (Figure 3) are involved in the chromatin condensation. In vitro experiments have shown that condensin induces DNA tension by an ATP-dependent mechanism. First, helped by topoisomerase I enzyme, condensin produces DNA super-coiling. Secondly, it promotes the formation of chromatin loops, in collaboration with topoisomerase II. These processes are thought to occur in prophase of living cells too. Condensin SMC dimer may increase the angle that SMCs form between each other and then contact with distant chromatin regions through the molecular head domains of each SMC. After that, the dimer structure gets back to the initial position, generating in this way a traction force that drags the DNA that gets folded in a loop (Figure 4). By interactions of SMC dimers of different condensin molecules, higher order molecular-chromatin complexes are formed and organized in rings or loops. This mechanism leads to the emergence of mitotic chromosomes.
Figure 4. Loops formation by condensins (image of the right). Blue line is DNA. Images on the right try to represent the effect of condesins on the tridimensional organization of chromatin. Notice that the molecular regularity depicted here are not probably found in the real world (images prepared by Ángela L. Debenedetti y Daniel García, Biology students. Adapted from Maeshima y Eltsov, 2008). All organisms, included bacteria, have some type of condensin. Fungi only have type I condensin, algae have two types, and C. elegans has three types. Most animals and plants have types I and II condensins. In HeLa cell lineage, type I and II are equally abundant (1/1), but in Xenopus is 5/1, and 10/1 in chicken. Condensins I and II participate in different stages of chromosome condensing. Condensin I mostly works on chromosomes during prohase and leave them in telophase. In interphase, condensin I is found in the cytoplasm during G1, but may later disappear. Condensin II is associated with chromatin in interphase and concentrates in chromosomes during prophase. Its function is not clear yet, although it would have influence the chromatin organization. Condensin II is involved in the early stage of chromosome compaction, whereas condensin I, helped by condensin II, would give shape and stability to chromosomes in a more advance step of the condensing process. Differential spatial and temporal distribution of both condensins affect their access to chromatin. Thus, initial condensation of chromatin during prophase is produced by condensin II, after it is phosphorylated by several kinases. At the end of prophase, the nuclear envelope is disorganized and condensin I, which is located in the cytoplasm, is allowed to access the chromatin. Then, both condensins can cooperate in condensing chromatin to reach the compaction levels found in chromosomes (Figure 5).
Figure 5. Roles of condensin I and II in different stages of mitosis. (Images prepared by Ángela L. Debenedetti y Daniel García, Biology students. Adapted from Ono et al., 2004). Condensins do not attach to the chromosome randomly. They have more affinity for centromeres, telomeres, genes, and DNA regions for beginning and ending the transcription. So, it appears that their function is not only structural. In addition, condensin I specifically binds H2A and H4 histones during mitosis. Although chromosomes of vertebrates are hable to condensate almost spontaneously, lacking condensins leads to loose the organized structure during anaphase. Moreover, after M-CdK activity ends during anaphase, condensin appears to be needed for make sure a correct migration of chromosomes to the spindle poles. Condesins roles in during meiosis has yet to be carefully studied, and there is no much data about it so far. The functions of condensin II are uncovered after the study of mutant cells lacking condesins. These cells show longer and bend chromosomes caused by a poor axial condensation. Chromatids look more entangled, even in anaphase, and prophase is shorter. When condensin I is lacking, there is weak lateral condensation of chromosomes, cytokinesis fails and cells become polyploids. Condensins are also involved in the regional chromatin condensation during interphase. It can be modulated how easy is for the transcription set of molecules to gain access to a particular gene by changing the compaction level of chromatin. More compact means more difficulty. It looks like this regulatory mechanism of chromatin compaction is not based in the same molecules that acts during chromosome compaction, although condensins are participating in both. Condensins and cohesins may perform several functions independently from each other, but both protein families work together during mitosis (Figure 6).
Figure 6. Condensins and cohesins working together during chromosome formation. (Images prepared by Ángela L. Debenedetti y Daniel García, Biology students. Adapted from Maeshima and Eltsov, 2008). Bibliography Barbero JL. 2009. Cohesins: chromatin architects in chromosome segregation, control of gene expression and much more. Cellular and molecular life sciences. 66:2025-2035. Hirano T. 2005. SMC proteins and chromosome mechanics: from bacteria to humans. Phylosophical transactions of the Royal Society B. 360:507-514 Hudson DF, Marshall KM, Earnshaw WC. 2009. Condensin: Architect of mitotic chromosomes. Chromosome Research. 17:131-144 Kalitsis P, Zhang T, Marshall KM, Nielsen GF, Hudson DF. 2017. Condensin, master organizer of the genome. Chromosome research. 25:61-76 Maeshima K, Eltsov M. 2008. Packaging the genome: the structure of mitotic chromosomes. Journal of biochemistry. 143:145-53. Nashmyth K, Haering CH. 2005. The structure and function of SMC and kleisin complexes. Annual Review of Biochemistry. 74:595-648 Ono T, Fang Y, Spector DL, Hirano T. 2004. Spatial and temporal regulation of Condensins I and II in mitotic chromosome assembly in human cells. Molecular biology of the cell. 15:3296-3308 Peters JM. 2008. The cohesin complex and its roles in chromosome biology. Genes and sevelopment. 22: 3089-3114 Uhlmann F, Lottspelch F, Nasmyth K. 1999. Sister chromatid separation at anaphase onset is promoted by cleavage of the cohesin subunit Scc1. Nature. 400, 6739:37-42 Page 15 This page content
In this page, we are dealing with the organization of chromatin during the cell cycle and the morphological features of chromosomes. Genetic information of cells is stored and coded in very large strands of DNA (excepting the much shorter mitochondrial and plastid DNA). DNA is a relatively inert molecule that needs a great deal of help from other molecules, mostly proteins, for getting expressed, regulate such expression, being replicated and for a proper organization in the nucleoplasm. Proteins are also involved during mitosis, where replicated DNA is equally split into two daughter cells. Thus, DNA is always associated to proteins and other molecules. DNA plus associated molecules are known as chromatin.
Cells in interphase (G1, S and G2 phases of the cell cycle) and non-dividing cells show nuclei with heterochromatin, or condensed chromatin, and regions with euchromatin, or loosely condense chromatin (Figure 1). In M phase the whole chromatin is highly compacted in chromosomes. After M phase, chromosomes become both euchromatin and heterochromatin again. Thus, cell division leads to a cycle a condensation and decondensation. During interphase some regions of euchromatin may become condense as heterochromatin and the opposite also happens. These regions alternating between heterochromatin and euchromatin are known as facultative heterochromatin.
Figura 1. Electron microscopy image showing nuclei with hetherocromatin (white asterisks) and euchromatin (red asterisks). 1. Nucleosomes (10 nm)DNA is always associated to histones. Histones and DNA form nucleosomes, the basic unit of the chromatin organization (Figure 2). It can be said that nucleosomes are the more basic level of DNA packaging. In human cells, it is estimated that there are around 3,3x107 nucleosomes. A nucleosome is composed of a core of histones around which DNA wraps 1,65 times. There are around 166 base pairs (DNA is double strand) in each nucleosome. Two consecutive nucleosome cores are connected by linker DNA of around 34 base pairs. Thus, there are units of about 200 base pairs with are repeated along the DNA strand. However, the linker DNA may vary in length depending on the species or tissues, even between different regions of the same cell nucleus. The nucleosome core is formed by pairs of histones H3, H4, H2A and H2B, that is 8 histones. Each of these histones has a 30 amino acid sequence in the N terminal that protrudes from the protein. This sequence is highly conserved during evolution. It is like a tail with two main functions: regulates the access of other proteins to the DNA for transcription or repairing, and they also allows a higher level of chromatin condensation by interacting with neighbor nucleosomes.
Figure 2. Organization levels of chromatin, from nucleosomes to chromosomes. 2. Fibers (30 nm)H1 histone, or connection histone, is associated with the linker in a place close to the DNA exit from the nucleosome or to the entrance into the nucleosome. In mammals, there are at least 8 variants of H1. One of the roles of H1, together with nucleosome histons, is helping with the condensing of chromatin in 30 nm thick fibers. There are several models trying to explain how fibers are condensed into chromosomes, the highest compaction level of chromatin. Helix, zigzag and crossed linking organization have been suggested. Most authors propose that fibers are arranged in loops of about 300 nm. Those loops may be packaged in higher order structures called cromomeres (300-700 nm). Cromomeres could be present as dark aggregates in the heterechromatin of the interphase nucleus. However, many authors suggest that loops may be packed directly into chromosomes, without intermediary organizations. Heterochromatin may show different packaging levels of 30 nm fibers. 3. ChromosomesThe beginning of M phase means that both euchromatin and heterochromatin become chromosomes. This condensation is orchestrated by many proteins, including cohesins, condensins and toposiomerases. Each metaphase chromosome are composed of two sister chromatids synthesized during S phase. Initially, condensins keep attached the sister chromatids along the whole chromatid extension, but only by the centromeric region in later stages of M phase. Many animal species are diploids, that is, their cells have two copie of each chromosome (each pair is composed of two homologous chromosomes, one from the mother and the other from the father) and therefore each gen has two copies which are known as alleles. A karyotype is the complete set of chromosomes of a species as they are in metaphase (Figure 3). The number, size and shape of chromosomes are characteristic of each species, although there are some exceptions. Karyotypes have two main types of chromosomes: autosomes and sexual chromosomes. Auotosomes are similar in males and females, but sexual chromosomes may different. For example, mammalian females have two X chromosomes whereas males have an X and a Y sexual chromosomes (the last couple of the first row in Figure 3). The number of chromosomes vary depending on the species, from 1 or 2 in some ant species, to more than 700 in some ferns.
Figure 3. Metaphase chromosomes (click in each image to enlarge). Syrian hamster chromosomes obtained from metaphase cells and stained with acridine orange. Chromosome stained bands are replication bands. A: Picture of chromosomes as they are obtained onto the slide. B: Karyotype, that is, homologous chromosomes are paired and ordered (Images by Concepción Pérez García and Juan José Pasantes Ludeña. Dpt. Biochemistry, Genetic and Immunology. Faculty of Sciences. University of Vigo).
Figure 4. Drawing of a chromosome showing the structures that can be visualized at light microscopy. A chromosome may not show all these structures. A light microscopy, several chromosome structures can be observed (Figure 4): centromere or primary constriction, secondary constriction, satellites, telomeres, and bands. The tips of the sister chromatides are called telomeres and the region where both chromatids are attached to each other is known as centromere or primary constriction. Chromosome morphology is a major feature when making karyotypes because chromosomes can be compared and classified (Figures 3 and 5). The shape is greatly determined by the position of the centromere, because it influence the length of the chromosome arms, which are not usually equal. Metacentric chromosomes show arms with the similar length (for example A5 and E20 pairs in Figure 3). Submetacentric chromosomes have an arm clearly larger that the other (for example, A2 y C14 in Figure 3). Subtelocentric or acrocentric chromosomes have arms with different lengths, and this difference is higher than in metacentric chromosomsomes (see B6 y D19 in Figure 3). Telocentric chromosomes do not show one the arms, which means that chromatids are attatched between each other through their tips (see D16 and D17 in Figure 3).
Figure 5. Chormosomes are named according to their morphology. A typical centromere appears as a constriction, known as primary constriction, visible at light microscopy in metaphase chromosomes of higher eukaryotes (Figure 5). A primary constriction can be defined as a region of the chromosome where sister chromatids can not be distinguished between each other, being both chromatids thinner than in the other regions of the chromsome. Centromeres are specialized region made up of less condensed chromatin and are involved in the correct segregation of the chromosomes during anaphase. The kinetochore is a protein complex assembled at the centromere that gathers mitotic spindle microtubules, leading to a proper line up of chromosomes during metaphase and segregation during anaphase. There are diffuse and localized kinetochores. Localized kinetochores, the most frequent, are found at the centromeres and attach mitotic microtubules. Sometimes, kinetochore proteins are so concentrated that they link just one microtubule, like in some yeast species. Diffuse kinetochores, less frequent, have proteins scattered over the hole chromosome, so microtubules are attached along the whole chromosome.
Figure 6. The image on the left shows human chromosomes with C bands or constitutive heterochromatine regions that are usually located close to centromeres. Kinetochores are assembled around centromeres and many mitotic spindle microtubules are linked to these regions, which is depicted in the image on the right. Click on the C bands image to enlarge. (Images by Concepción Pérez García and Juan José Pasantes Ludeña. Dpt. Biochemistry, Genetic and Immunology. Faculty of Sciences. University of Vigo). Secondary constrictions are found in the arms of some chromosomes. These are regions with more loose chromatin, but without centromere. The best known secondary constriction is produced by chromatin regions that form the nucleolus, known as nucleolar organizing regions (NOR). Depending on the species, only one or a few chromosomes of the karyotype show this secondary constriction, which is found in the intermediate region (not terminal) of the chromosome arms. When the secondary constriction is located near the telomere, the chromosome segment between the telomere and the secondary constriction is known as satellite (Figure 4). In humans, the short arms of the human chromosomes 13, 14, 15, 21 and 22 show satellites. At light microscopy, some special staining protocols and dyes can label bands with a variety of intensities or with different colors, some of them are fluorescentdyes (Figures 3 and 7). Band pattern is influenced by the chromosome pre-treatment and the staining protocol used. Structural (cytosine and guanine proportions, chromatin compaction) and functional (replication time) features of the DNA that form those bands also affect the visualization of bands. The band pattern is particular for each chromosome so that it is used for distinguishing chromosomes that have similar size and morphology. Band patterns are also very useful for detecting chromosome alterations or for accurately locating the physical position of certain genes in the chromosome.
Figure 7. Metaphase chromosomes (click on the images to enlarge). A) Human chromosomes stained with Giemsa. B) Human chromosomes stained with acridine orange, a fluorescent dye (Images by Concepción Pérez García and Juan José Pasantes Ludeña. Dpt. Biochemistry, Genetic and Immunology. Faculty of Sciences. University of Vigo). 4. Decondensed chromosomes
Figure 8. Chromosomes are decondensed during anaphase and chromatin is distributed in the nucleus in a tidy maner because each chromosome spread its chromatin into a defined territory that do not overlap much with the territories of other chromosomes. (Adapted from Bolzer et al., 2005). When thinking of the nucleus in interphase with its huge among of chromatin after chromosome decondensation, it is difficult to imagine how cells can manage to condensate, decondensate, regulate and express the DNA without ending up in a monumental tangle. Actually, far from being a mess, it was observed in 1980 that in mammals the chromatin of each chromosome occupies a defined spatial territory (Figure 8). These territories are nearly spherical, 2 to 4 µm in diameter, and neighbor territories have little overlapping at their borders (however, in yeasts, the limits of these territories are not so well-defined). Many evidences support a nonrandom distribution of chromosome territories in the nucleus. For example, while territories disposition may change from cell to cell, during differentiation periods, and along the cell cycle, it looks like that the general pattern is quite stable in a cell during long time periods. The more active territories are usually found in the center of the nucleus, whereas the less active localize near the nuclear envelope. In a territory, regions that were replicated early during S phase (early replication regions) are segregated from those regions replicated during the second part of the S phase (late replication regions). The physical interactions of chromatin with the nuclear lamina and inner membrane of the nuclear envelope help with the segregation of chromosome territories. It is of notice that homologous chromosome also occupy different territories in the nucleus. There are sub-territories or domains withing each territory (Figure 9). For example, there are repressed chromatin domains: policombic, heterochromatin and other less characterized heterochromatin organizations. There is also active or open chromatin that may contain regulatory sequences, promoters, transcribed sequences and regions linked to insulating proteins. Repressed chromatin of one territory does not interact with other domains, whereas open chromatin may do it, even with domains of other chromosome territories. Local interactions between chromatin loops may account for the existence of territory domains. For example, active chromatin is prone to interact with other nearby domains having active chromatin instead of repressed chromatin.
Figure 9. During interphase, chromatin territories include subterritories or domains. Bibliografía Belmond AS. Mitotic chromosome scaffold structure: new approaches to an old controversy. Proceedings of the National Academy of Sciences USA. 2002. 99:15855 -15857. Bolzer A, Kreth G, Solovei I, Koehler D, Saracoglu K, Fauth C, Muller S, Eils R, Cremer C, Speicher MR, Cremer T. Three-dimensional maps of all chromosomes in human male fibroblast nuclei and prometaphase rosettes. PLOS biology. 2005. 3(5):e157. doi:10.1371/journal.pbio.0030157 Cavalli G, Misteli T. 2012. Functional implications of genome topology. Nature structural and molecular biology. 20: 290-299. Vagnarelli P, Ribeiro SA, Earnshaw WC. Centromeres: old tales and new tools. FEBS Letters. 2008. 582:1950 -1959. Wanner G, Formanek H. A new chromosome model. Journal of structural biology. 2000. 132:147 -161. Page 16 Apoptosis is a molecular mechanism of eukaryote cells that ends up with cell death. It is a cellular suicide performed by an autodestruction molecular program triggered either by extracellular or intracellular stimuli. Apoptosis is also known as programmed cell death because the cell takes a precise and ordered chain of steps. It does not mean that cells are all going to die by apoptosis, that is, there is no apoptosis if there is no apoptotic stimuli.
In pluricellular organisms, apotosis is involved in many physiological and pathological processes. For example, morphogenesis during embryo development, tissular homeostasis and regeneration in adults, withstanding pathogens and cellular stress, and cancer. The amount of cells that die by apoptosis is huge, both during development and in adults. Blood and epithelial renewing in adults is intense, which means that an enormous amount of cells die by apoptosis.
The molecular mechanism for apoptosis has been conserved during evolution in most eukaryote cells. It is an ordered process and energy dependent, that needs to be initiated. A number of signals have been found to start apoptosis: extracellular signals that activate the so-called dead receptors, intracellular signals that activate organelles like mitochondria, and a third pathway that involves molecules like perforin and granzyme. These three pathways converge in degradative enzymes known as capasases (Figure 1.)
Figure 1. Main pathways for triggering apoptosis. Question marks inicate feasible mechanisms. CaspasesCaspases are proteolytic enzymes synthesized and released into the cytosol as procaspases, which are inactive. Caspases are responsible for degrading components that ends up with cell death. There are several types of caspases, each of them specialized in degrading different proteins. All caspases break amino acid chains at a point where aspartate is found, but different caspases degrade different proteins according to the amino acids found close to aspartate. The first caspases to be active are 2, 8, 9 and 10 (initiator caspases), and then caspases 3, 6 and 7 are activated later (executioner caspases). There are very specific caspases and others, like caspase 14, only activated during the embryonary period. Among the executioner caspases, caspase 3 is considered very important because activates CAD endonuclease, which degrades chromatin. It also has influence in cytoskeleton reorganization, that allows splitting the cell in several independent fragments. Once initiator caspases have been activated, the suicide process appears a non-stop mechanism, although it is not always so (se below). It is a feed-forward mechanism where caspases activate other caspases. Finally, executioner caspases are activated and cell degradation takes place. Curiously, caspases perform non-apoptotic functions like spermatids separation, macrophages differentiation, epidermis cornification, erythropoiesis and eye lenses differentiation. Dead receptors. Extracellular signals.Extracellular signals can start apoptosis by activating transmembrane receptors known as death receptors. Death receptors are included in the TNF (tumor necrosis factors) receptor family. Each receptor is activated by a specific signal or ligand. For example, ligand/receptor: FasL/FasR, TNF-α/TNFR1, Apo3L/DR3, Apo2L/DR4, o Apo2L/DR5. Ligand recognition make receptors to form groups and this association recruits adaptor proteins to receptor cytosolic domains. Adaptor proteins recruit procaspase-8. Altogether form a molecular environment that produces conformational changes in procaspases. These changes lead to autoproteolysis of procaspases, which make procaspases become active caspases. Caspases leave the membrane and start the degradative process in the cytoplasm. Apoptosis is started. Cellular stress. Internal signals.This pathway involves stimuli that are not directly mediated by receptors. For example, lack of survival factors, high radiation, high temperature, toxic substances, and other insults triggers apoptosis by increasing cellular stress. These types of stimuli modify the cellular physiology that ends up affecting the permeability of the inner mitochondrial membrane, and some proapoptotic molecules are released from the mitochondrial matrix to the cytosol. Cytochrome C is one of these proapoptotic molecules, which joins to apaf-1 and procaspase 9 forming altogether the so-called apoptosome. The molecular environment of the apoptosome produces the activation of procaspase 9 and the beginning of the apoptotic degradation process. Mitochondria also releases enzymes involved in later stages of apoptosis by entering the nucleus and digesting DNA. In the mitochondrial membrane there is a family of proteins known as bcl, which modulate, inhibit or boost apoptosis. They are potential targets to selectively fight against cancer cells. PathogensCytotoxic T lymphocytes are able to kill cells that contain pathogens by activating receptors that start apoptosis. They can also introduce molecules into the infected cell to activate apoptosis. Cytotoxic T lymphocytes contain granules with two molecules: perforin and granzyme. These granules are exocyted when infected cells are detected or when they recognize altered cells like cancer cells. Perforin is inserted in the plasma membrane of the infected cell and make pores, through which granzymes enter the cell. Granzymes (there are two types: A and B) activate caspases 10 and 3. They also stimulate mitochondria to start apoptosis as if they were an internal signal. 2. Cell processDuring apoptosis, cells undergo several changes: cell retraction or shrinking, cytoplasm gets darker, organelles are more tightly packed, chromatin condenses, which is a change visible at light microscopy. Later, there are protrusions and folding of the plasma membrane so that the cell splits in several portions known as apoptotic bodies, which are always enclosed by membrane. Apoptotic bodies are phagocyted by macrophages. Since there is no release of intracellular molecules to the extracellular space through plasma membrane breakages, there is no inflammatory processes. In addition, macrophages do release any molecule after "eating" the apoptotic bodies. In this way, apoptosis is cell death without bothering the neighbor. However, opoptotic cells sometimes release molecules for cell proliferation, extracelular matrix remodeling and cytoskeleton reorganization. Apoptotic bodies are quickly removed by macrophages, otherwise they can be broken, release their content and produce an inflammatory effect. Under macrophage activity inhibition, apoptosis leads to an inflammatory process. Macrophages recognize specific molecules on the external surface of the apoptotic bodies: phosphatidil serine, calreticulin and anexin I. During apoptosis, phosphatidil serine is transferred from the inner monolayer of the plasma membrane to the outer monolayer, so that macrophages are able to recognize a change in the lipid composition of the plasma membrane surface. Once caspases have been activated, it has been accepted that apoptosis is irreversible. However, it has also been observed that after the inhibition of macrophages, some cells are able to recover after the activation of caspases. Thus, the role of macrophages would be to be sure that cells that start apopotsis are going to die for real. Necrosis is cell death by natural causes like very high temperature, mechanical forces, and toxic substances. Necrosis is a passive and uncontrolled process that led to breakage of the plasma membrane and release of the cell content producing inflammatory processes. There is another type of cell death mediated by macroautophagy. Death by macroautophagy is m mechanism under the cell control. 3. DevelopmentDuring the invertebrate C. elegans development, 1090 somatic cells are generated, and 131 of them die in very precise places and times. Over-exceeding cells that are later remove is observed in all animal species. It looks like a waste of energy, but looks are deceiving. MorphogenesisA good example of apoptosis shaping an organ is the elimination of interdigital membrane during embryo development. Fingers and toes are initially connected by sheets of cells that later die by apoptosis, and it results in the final shape of fingers and toes. This process is not working in the hind limbs of ducks and other aquatic birds. They use these interdigital membranes to get impulse in the water. Apoptosis of interdigital membranes is like sculpting a structure to get the final shape. Another example of apoptosis as a morphogenetic mechanism can be observed during metamorphosis of many species, particularly in amphibians. They reorganize the brain, the gut and get rid of the tail. The tail elimination is by apoptosis. Death of some cell populations sets loose some mechanical tensions that facilitates the folding or shape modification of some embryo structures. For example, it appears to happen during the neurulation, where apoptotis may make the neuronal tube closure faster. The formation of the pro-amniotic cavity is the result of apoptosis in the middle of the embryo inner cell mass after the implantation of the embryo. This process is known as cavitation. The final shape of body organs is the result of a balance between cell proliferation and cell death during development and adult stages. There are genes, like those of the Hippo pathway, involved in cell proliferation that inhibit apoptosis. When these genes are not active, apoptosis is favored and therefore the number of cells decreases. Fine tuneFor biological systems, it is cheaper to overproduce elements to get first a coarse structure and then selectively remove some of them to obtain a more functional and precise organ or structure. This is clear in the nervous system where to get a working brain from the beginning is far more complicated than establishing an initial gross basic wiring that is fine-tuned over the time by removing noisy or non-proper connections. Thus, those neurons that do not make very useful connection die. The same happens in the immune system. There is a massive production of lymphocytes by random reordenation of genes and those that recognized molecules of the body (they can produce autoimmune responses) are removed. In this way, about 60 genes are needed, but more than 100000 genes would be necessary for producing each line of lymphocytes. Overproduction and later removing non useful cells actually economizes resources and it is the mechanism of choice for morphogenesis and many cellular systems. 4. HomeostasisIn adult animals, apoptosis is a mechanism for balancing cell proliferation happening in many tissues. It is an ongoing process of cell death and replacing by new cells. Macrophages remove apoptotic cells. In most tissues, macrophages are up to 15 % of the total cell population. The balance between death and proliferation is clear in tissues like epithelia, where there is a continuous renewing of cells that keeps a nearly constant cell population. For example, epidermal keratinization is a special apoptotic process. Enterocytes show a life cycle that starts in the base of Lieberkühn crypts and ends in the intestine surface by apoptosis. Something similar occurs in the respiratory epithelium. The renewing mechanism is interesting for cell that are exposed to toxic or pathogenic agents because it is more efficient than invest in increasing resistance or improving repairing mechanisms. The balance between birth and death is also important for blood cells. Death/proliferation equilibrium are controlled in the bone marrow by hematopoietic stem cells, whose number is regulated by apoptosis, and therefore the number of mature circulating blood cells. Even the number of platelets are under apoptotic control, which is an example of apoptosis in non-nucleated structures. La apoptosis es un proceso normal durante la respuesta inmune. Los linfocitos T citolíticos emplean perforina y granzima B para eliminar a las células infectadas. La granzima B activa directamente las caspasas, pero también en otras vías como la activación de una molécula denominada Bid que actúa sobre la mitocondria favoreciendo la salida de citocromo C y activando la vía interna de la apoptosis. Pero además, La apoptosis juega un papel importante mediante la eliminación de los linfocitos B y T una vez que la respuesta inmune ha terminado. Esta acción está mediada por Bcl-2 y por la activadad antigénica. Se ha propuesto que las células altamente estimuladas por los antígenos, es decir que han desarrollado anticuerpos contra ellos, disminuyen disminuyen la influencia de Bcl-2 y aumentan la de los receptores de muerte de manera que son células más sensibles a sufrir apoptosis. There are many sources that produce cellular stress, which may generate uncontrolled and wrong functioning of the cell. Cellular stress may be produced by DNA damage, division cell flaws, misfolded or altered proteins, increase of reactive molecules, and pathogen infections. If a threshold is crossed, all of them may start apoptosis. Cancer is an example where apoptosis plays an important role. More precisely, the inhibition of apoptosis favors proliferation and progression of tumors. Cancer cell avoids apoptosis by mutations in the pro-apoptotic genes. For instance, mutations in the FAS receptor genes may lead to a low number of FAS receptors or defective receptors so that cancer cells can not be recognized by cytotoxic lymphocytes. Another mutations affect the expression of bcl-2 pro-apoptotic genes. During aging, apoptosis is altered in different tissues. In some of them apoptosis is increases, but it is minimized in others. For example, the immune system, skeletal muscular tissue, cardiac muscle, and neurodegenerative pathologies show an increase in the apoptotic processes. Senescent cells, and cancer cells, are more resistant to apoptosis, that is why they are more easily observed during aging. Bibliography Elmore S. 2007. Apoptosis: A Review of Programmed Cell Death. Toxicology and pathology. 35:495-516. Henson PM, Hume DA. 2006. Apoptotic cell removal in development and tissue homeostasis. Trends in immunology. 27:444-250. Suzane M, Steller H. 2013. Shaping organisms with apoptosis. Cell death and differentiation. 20:669-675. 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Transcytosis is the vesicular transport of cargoes (molecules) between two plasma membrane domains of a cell. This mechanism was first posed by Palade (1950) for the transporting of molecules from one side to the other of the endothelial cells. He observed electron microscopy images suggesting the formation of vesicles in the plasma membrane domain facing the blood, crossing the endothelial cytoplasm and fusing with the plasma membrane facing the basal lamina and connective tissue. Epithelia are layers of cells separating two different environments, such as endothelium in blood vessels, lung epithelium or intestine epithelium. These cells have two plasma membrane domains: apical y basolateral. That is why they are called polarized cells. Epithelial cell need to keep the molecular identity of these two domains, but at the same time they need to communicate between each other. Part of this communication is by transcytosis. Although transcytosis is a mechanism present in most epithelial cells, it can be found in other cell types as well, such as neurons and osteoclasts. Transcytosis prevent molecules enclosed in vesicles by endocytosis ending up in lysosomes, so they skip degradation. A number of molecules are transported by transcytosis: immunoglobulins, insulin, quimocine receptors, lipoproteins, DNA fragments, enzymes, some viruses, some toxins, etcetera.
Endothelial cells move a large amount of molecules between the blood serum and the surrounding tissues by transcytosis. Plasma soluble molecules are usually included in vesicles by endocytosis, without needing specific receptors. The vesicle goes from one plasma membrane domain to the other, that is, there is no fusion with endosomes. This transport is fast (about 30 seconds) but not very specific. However, it is not totally random and some selection is done based on the net negative electric charge of the molecules. In this way, immunoglobulins, low-density lipoproteins, micronutrients, iron, B12 vitamin, and other molecules are transported. Only a few molecules, such as albumin and orosomucoid proteins, are specifically caught by receptors.
Entherocytes, cells of the intestine epithelium, are columnar cells showing transcytosis. Unlike endothelial cells, where apical and laterobasal membranes are very close, transcytosis in entherocytes is a rather long path and needs the cytokeleton and endosomes as intermediate organelles. Entherocyte transcytosis usually begins with clathrin coated vesicles that specifically capture cargoes (receptor mediated endocytosis). These vesicles fuse with early endosomes. There are two populations of primary endosomes: basolateral and apical (Figure 1), each of them receiving vesicles from the closer plasma membrane domain. From early endosomes, vesicles are shipped to another type of endosomes found at the perinucler region, which are known as common endosomes. These endosomes receive vesicles from both apical and basolateral endosomes, and at the same time they selectively ship vesicles to both basolateral and apical plasma membrane domains.
Two transcytosis pathways have been described in entherocytes: apical to basolateral and basolateral to apical. Immunoglobulins A (IgA) are antibodies released by plasmatic cells in the internal tissues of the body, but their functions are performed in the surfaces of the body. Thus, they have to be transported to epithelia and then cross intracellularly epithelial cells from basolateral domain to apical domain (body surface). Many plasmatic cells are found in the intestine mucosa, where they release IgAs. Epithelial cells synthesize receptors for IgA. The receptors are first synthesized in the endoplasmic reticulum, transported to the Golgi apparatus, where they are included in vesicles targeted to the basolateral domain of the entherocyte. Once the receptors are in the basolateral membrane, they recognize and bind IgAs, which causes oligomerization of IgA-receptors complexes. These molecular complexes (many IgA-receptors gathered together) are then endocytosed and the formed vesicles fuse with basolateral endosomes. IgA-receptors are again included in the membrane of new vesicles and shipped to the common endosomes. From common endosomes, new vesicles are formed with IgA-receptors in their membranes and are targeted to the apical plasma membrane domain. In the apical surface of entherocytes, receptors are hydrolyzed and IgAs are released (actually with a part of the receptor molecule atached). The receptor has a 100 amino acid sequence as a label, that is recognized by the trafficking machinery of the cell, and make possible to move IgA-receptor through the different compartments along the transcytosis pathway. This mechanism is also found in the epithelia of kidneys, trachea, liver and mammary glands. Lung respiratory epithelia are also capable of transporting IgA toward their free surface, that is, the lumen of the respiratory airways, by transcytosis. Although in this case IgA is released by different pH values between the surface and the inner tissues.
Curiously enough, transcytosis for immunoglobulins may happen also in the opposite direction: from apical domain to basolateral domain. For example, maternal immunoglobulin IgG travel from placenta to the fetus, or from milk to the blood vessels of the intestine. IgG are included in clathrin coated vesicles after being recognized by a receptor. The crystallizable part of the immunoglobulin is recognized by the receptor. Vesicles are then targeted to early apical endosomes, IgGs are later transported to the common endosomes, where they are included in vesicles that fuse with the basolateral domain (figure 1), and IgGs are then released into the interstitial tissues.
Transcytosis is not always for transporting extracellular molecules. It is sometimes for moving plasma membrane molecules from one domain to the other. Entherocytes and hepatocytes synthesize transmembrane proteins that are initially located in basolateral membranes, and are later transported to the apical domain by transcytosis. Some sphingolipids may travel in the opposite direction, apical to basolateral, by endocytosis too. Cholera toxin uses this movement of sphingolipids to cross the epithelium and avoiding lysosomes, since the toxin can bind sphingolipids. It is not well understood how sphingolipids are specifically selected in each endosome, but it may depend on the formation of lipid rafts and on the length and saturation level of their fatty acid chains. Bibliography Fung K, Fairn GD, Lee WL. 2018. Transcellular vesicular transport in epithelial and endothelial cells: Challenges and opportunities. Traffic. 19: 5-18. García-Castillo MD, Chinnapen DJ-F, Lencer WI. 2017. Membrane transport across polarized epithelia. Cold Spring Harbour perspectives in biology. 9:a027912.
Tuma PL, Hubbard AL. 2003. Transcytosis: crossing cellular barriers. Physiological reviews. 83: 871-932. Page 18La transcitosis es el transporte de cargas (macromoléculas, inmunoglobulinas, vitaminas, iones, etcétera) incorporadas en vesículas entre dos zonas de la membrana plasmática situadas en distintos lados de la célula. Este mecanismo se propuso primero por Palade (1950) para el transporte de moléculas a través de las células endoteliales donde se forman vesículas en la zona de la membrana plasmática en contacto con la sangre, cruzan el estrecho citoplasma, y se fusionan con la membrana plasmática en contacto con la lámina basal. Los epitelios son capas de células que suelen separar dos medios muy diferentes, como en los pulmones, en el tubo digestivo, o en el endotelio. Estas células tienen dos dominios de membrana diferentes para comunicarse con cada uno de estos medios: apical y basolateral. Se dice por ello que son células polarizadas. Las células tienen que arreglárselas para mantener y comunicar ambos dominios de la célula. Parte de esta comunicación se hace mediante la transcitosis. Aunque la transcitosis es un mecanismo típico de las células epiteliales, está presente en otras células tales como las neuronas o los osteoclastos. Esta ruta de transporte vesicular evita el paso por los lisosomas, y por tanto la degradación de las moléculas que transporta. Tipos diferentes de moléculas se transportan por transcitosis: inmunoglulinas, insulina, receptores de quimiocinas, lipoproteínas, fragmentos de DNA, enzimas, algunos virus, algunas toxinas, etc. Las células endoteliales mueven una cantidad ingente de moléculas desde la sangre hasta los tejidos de manera rápida y no totalmente específica (unos 30 segundos desde un lado al otro) mediante transcitosis. Normalmente se transportan moléculas que están en disolución en el plasma sanguíneo y que no necesitan receptores para su inclusión en vesículas por parte de las células endoteliales. La misma vesícula hace todo el trayecto desde una parte de la célula a la otra, es decir, no hay fusión con los endosomas. Sin embargo, las moléculas que se transportan no son totalmente aleatorias sino que hay una selección basada en su carga neta negativa, que poseen la mayor parte de las moléculas del plasma sanguíneo. Se transportan inmunoglobulinas, lipoproteínas de baja densidad, hierro, y otras moléculas. Sin embargo, también hay vesículas de transcitosis en las células endoteliales que incorporarán moléculas, tales como la albúmina o la proteína orosomucoide, captadas de manera mucho más específica mediante receptores. Algunos micronutrientes, una vez internados desde el intestino cruzan los endotelios por transcitosis. El hierro incorporado en la dieta se acopla a un receptor y ambos cruzan el endotelio por transcitosis. Igual ocurre con la vitamina B12. Los enterocitos, que forman el epitelio intestinal, son células columnares en las cuales también se produce transcitosis. A diferencia de las células endoteliales, donde las membranas basal y apical están muy cerca, la ruta de transcitosis en los enterocitos es más larga y necesita al citoesqueleto y a los endosomas como orgánulos intermedios. Suele iniciarse por vesículas recubiertas por clatrina, donde hay una captación de cargas mediada por receptor (Figura 1). Las vesículas se fusionan con los endosomas tempranos. Hay dos poblaciones de endosomas tempranos, los basolaterales y los apicales, cada uno recibe vesículas de su dominio próximo de membrana plasmática. Desde estos endosomas tempranos se envían las cargas a otro tipo de endosomas localizado en la parte apical de la región perinuclear de la célula. Estos se denominan endosomas comunes. Los endosomas comunes reciben cargas de los dos dominios y son los realmente encargados de repartir englobadas en vesículas a un dominio u otro según les corresponda. Se han descrito dos tipos de transcitosis en los enterocitos que llevan moléculas desde la membrana basolateral a la apical y desde la membrana apical a la membrana basolateral. Las inmonoglubulinas tipo A (IgA) son anticuerpos liberados por las células plasmáticas, pero su función contra los patógenos se lleva a cabo en las superficies corporales, luego deben ser transportadas por los epitelios desde las membranas basolaterales hasta las apicales. Así, en la mucosa intestinal hay numerosas células plasmáticas que liberan IgA para que ejerzan su acción en el interior del tubo digestivo. Las células epiteliales intestinales sintetizan un receptor de membrana en el retículo endoplasmático, que pasa por el aparato de Golgi, y desde ahí mediante vesículas se traslada a las membranas basolaterales. Es el receptor polimérico para IgA. Este receptor, cuando une la IgA que se encuentra en el espacio intercelular, oligomeriza, y en esta forma, receptores-inmunoglobulinas son endocitados. Las vesículas formadas se fusionan con los endosomas tempranos basolaterales, las cargas pasan a los endosomas comunes, y desde aquí salen vesículas con el complejo receptores-inmunoglobulinas hacia la membrana apical (libre) donde se fusionan y liberan a las IgAs. La liberación de las IgAs es por hidrólisis enzimática, de modo que una parte del receptor se libera con la imunoglubulina. El receptor polimérico para IgA posee un dominio citosólico de unos 100 aminoácidos que es la etiqueta que dirige al complejo receptor-inmunoglobulina por el interior de la célula a través de los diferentes compartimentos. Este mecanismo no sólo se da en el epitelio intestinal sino también en los epitelios del riñón, tráquea, hígado y glándulas mamarias. Del mismo modo, los epitelios respiratorios translocan inmunoglobulinas tipo A hacia la superficie de las vías respiratorios por transcitosis, también gracias a un receptor que reconoce IgA. En este caso el receptor no forma un enlace covalente con su ligando, sino que se libera de él por cambios en el pH. Curiosamente, la transcitosis para las inmunoglobulinas puede dartse también en sentido contrario, desde el dominio apical al basolateral. Por ejemplo en el trasiego de las inmunoglubulinas maternas tipo IgG desde la placenta al feto o desde leche materna a los vasos sanguíneos del tubo digestivo. En este caso las inmunoglobulinas tienen que cruzar el epitelio desde la parte apical hasta la basolateral. En estos casos la incorporación de las inmunoglobulinas se hace mediada por vesículas recubiertas por clatrina, y son captadas por un receptor que reconoce a la fracción cristalizable de la IgG (la no variable), las vesículas son dirigidas hasta los endosomas tempranos apicales, y desde ahí a los endosomas comunes, los cuales liberan vesículas, con Ig-G-receptor empaquetados, que se fusionan con las membranas basolaterales donde liberan a las inmunoglobulinas maternas. No siempre la transcitosis es para transportar moléculas exógenas de un lado a otro de la célula, sino que a veces es para mover moléculas de la propia membrana plasmática de un lado a otro. Por ejemplo, en los enterocitos y en los hepatocitos se sintetizan moléculas de membrana que inicialmente se insertan en las membranas laterales y que después se transportan a la apical mediante transcitosis. Algunos esfingolípidos pueden viajar en sentido contrario, apical a basolateral, por transcitosis evitando su paso por los lisosomas. Esto lo aprovecha por ejemplo la toxina colérica para atravesar los epitelios puesto que se une específicamente a estos lípidos de membrana. Cómo son seleccionados estos lípidos durante la endocitosis parece depender de la formación de balsas de lípidos, y del grado de saturación y de la longitud de su cadena. Bibliografía Fung K, Fairn GD, Lee WL. 2018. Transcellular vesicular transport in epithelial and endothelial cells: Challenges and opportunities. Traffic. 19: 5-18. García-Castillo MD, Chinnapen DJ-F, Lencer WI. 2017. Membrane transport across polarized epithelia. Cold Spring Harbour perspectives in biology. 9:a027912. Tuma PL, Hubbard AL. 2003. Transcytosis: crossing cellular barriers. Physiological reviews. 83: 871-932. Page 19La apoptosis es un mecanismo molecular que se produce en el interior de las células eucariotas y cuya finalidad es la muerte de la propia célula. Es un suicidio celular en el que se pone en marcha un programa molecular de autodestrucción desencadenado por señales externas o internas. La apoptosis también se llama muerte celular programada porque los pasos para la degeneración celular están establecidos, pero eso no quiere decir que la célula esté predeterminada a morir, es decir no habrá apoptosis si no hay señal que la inicie. El papel de la apoptosis es importante en muchos procesos fisiológicos, y también patológicos, de los organismos pluricelulares. Por ejemplo, para la morfogénesis de órganos y tejidos durante desarrollo embrionario, en el mantenimiento y regeneración de los tejidos en el animal adulto, en la respuesta a patógenos o a estrés celular y en patologías como el cáncer. La cantidad de células que mueren por apoptosis es enorme, tanto durante el desarrollo embrionario como en animales adultos durante la renovación celular que ocurre en tejidos como la sangre o el epitelio del digestivo de organismos adultos. 1. Mecanismos molecularesEl proceso molecular de la apoptosis se ha conservado evolutivamente en las diferentes especies. Es un mecanismo ordenado y dependiente de energía que necesita ser iniciado. Se conocen varias causas que disparan la apoptosis: señales externas mediadas por receptores de muerte, señales internas donde las mitocondrias juegan un papel importante y hay una tercera vía que involucra a las proteínas perforina y granzima. Estas tres vías convergen en un proceso molecular mediado por las enzimas caspasas (Figura 1). Figura 1. Principales vías de iniciación de la apoptosis. Los signos de interrogación indican vías que podrín también ser activas. CaspasasLas caspasas son enzimas proteolíticas que se sintetizan y se liberan en el citosol en forma de procaspasas, las cuales son las formas inactivas. Ellas son las principales encargadas de degradar el interior celular que lleva a la muerte celular. Hay varios tipos de caspasas, cada uno de ellos especializado en actuar sobre diferentes tipos de proteínas. Todas las caspasas rompen cadenas de aminoácidos en lugares donde se encuentra el aminoácido aspartato, pero distintas caspasas actúan sobre diferentes proteínas dependiendo de los aminoácidos que haya próximos a dicho aspartato. Las caspasas que se activan inicialmente son la caspasa-2, 8, 9 y 10, mientras que las efectoras o ejecturas son las caspasas-3, 6 y 7. Hay otas caspasas que realizan papeles más específicos y otras como la caspasa 14 que sólo se expresa durante el desarrollo embrionario.Dentro de las caspasas ejecutoras, la caspasa-3 es considerada muy importante puesto que activa a la endonucleasa CAD, la cual degrada la cromatina. También afecta a la reorganziación del citoesqueleto y como consecuencia provoca la rotura de la célula en fragmentos celulares independientes. Una vez que se produce la activación de las primeras caspasas, el proceso de muerte celular parece irreversible, aunque no siempre es así (ver más abajo). Es un mecanismo en cascada en el cual las primeras caspasas activas pueden a su vez activar a otras caspasas, dándose una reacción en cadena y exponencial. Finalmente las caspasas ejecutoras degradarán la célula. Curiosamente las caspasas también actúan en procesos no apoptóticos como la separación de las espermátidas, la diferenciación de los macrófagos, la cornificación del epitelio, eritropoyesis o la diferenciación de las células de las lentes del ojo. Receptores. Señales externas.La vía de iniciación extrínseca de la apoptosis comienza con la activación de receptores localizados en la membrana plasmática. A estos receptores se les denomina receptores de muerte y son miembros de la familia de receptores conocidos como TNF (tumor necrosis factors). Cada receptor se activa con una señal característica. Por ejemplo, si emparejamos ligando/receptor tenemos a FasL/FasR, TNF-α/TNFR1, Apo3L/DR3, Apo2L/DR4, o Apo2L/DR5. La llegada del ligando o señal provoca la asociación de receptores activados en la superficie de la membrana y esto dispara un reclutamiento de proteínas adaptadoras en el interior celular. Estas proteínas adaptadoras se asocian entonces con procaspasas-8 creando un ambiente molecular que lleva al cambio conformacional en las procaspasas, desencadenando la autoproteolisis de éstas y la conversión de procaspasas en caspasas. Cuando se produce esta activación el proceso molecular degradativo está activado. Estrés. Señales internas.Esta vía conlleva la aparición de una serie de estímulos para la apoptosis que no están mediados directamente por receptores. Estos estímulos pueden ser por desaparición o por aumento. Por ejemplo, la desaparición de los factores de supervivencia disparan la apoptosis, pero también lo hace un aumento sobre la células de la radiación, temperatura, sustancias tóxicas, etcétera. Todos estos cambios terminan por alterar la membrana interna mitocondrial que provoca la apertura de poros en su membrana, alterándose el potencial eléctrico y se produciéndose la liberación de diversas moléculas proapoptóticas. Entre éstas está el citocromo C, el cual se unirá a las moléculas apaf-1 y a la procaspasa-9, formando lo que se denomina un apoptosoma. Este complejo provoca la activación de la procaspasa-9 y el inicio del proceso degradativo. Desde la mitocondria se liberan también enzimas en etapas más tardías del proceso apoptótico que se dirigen al núcleo y provocan una primera digestión del ADN. En la membrana de las mitocondrias hay una familia de proteínas denominadas bcl que pueden modular, disparar o inhibir, este mecanismo de inicio de la apoptosis y son potenciales diana para eliminar selectivamente células tumorales. Patógenos.Los linfocitos T citotóxicos son capaces de matar a células que contienen patógenos mediante la activación de los receptores de muerte y disparar el proceso apoptótico. Sin embargo, existe otra vía mediante la cual crean inicialmente un poro en la membrana e introducen una molécula que activarán la vía apoptótica en el propio citosol. Los linfocitos T citotóxicos poseen unos gránulos que contienen dos tipos tipos de proteínas: las perforinas y las granzimas. El contenido de estos gránulos es exocitado cuando el linfocito detecta la presencia de una célula infectada o cuando la reconoce como tumoral. La perforina se insertará en la membrana de la célula diana y creará un poro por el cual entrarán en el citoplasma las granzimas. La granzima (hay dos tipos, A y B) activará a las caspasas-10 y 3 y también estimulará a la mitocondria para que se inicie el proceso apoptótico como si de una señal interna se tratara. 2. Efectos celularesLos cambios celulares que se producen durante la apoptosis son diversos: una retracción o encogimiento de la célula, el citoplasma se vuelve más denso y los orgánulos más empaquetados, se observa condensación de la cromatina, lo cual es un indicio visible en preparaciones histológicas convencionales. Posteriormente hay protusiones y plegamientos de la membrana de modo que la célula se divide en porciones independientes denominados cuerpos apoptóticos, pero siempre rodeadas por membrana plasmática. Estas porciones celulares son posteriormente fagocitadas por macrófagos. Puesto que no hay liberación de sustancias intracelulares al medio extracelular por roturas de la membrana no se dan procesos inflamatorios. Además, los macrófagos que eliminan a los cuerpos apoptóticos no liberan citoquinas al medio. La apoptosis es un proceso de muerte celular sin molestar a las células vecinas. Si embargo, se sabe que en algunos casos son capaces de liberar moléculas que favorecen la proliferación celular, la reorganización del la matriz extracelular o del citoesqueleto en células vecinas. La carencia de efecto inflamatorio de los cuerpos apoptóticos es debida a que son rápidamente eliminados por los macrófagos. Si la actividad macrofágica es inhibida los cuerpos apoptóticos terminan por romperse y desecadenan respuestas inflamatorias. El reconocimiento de las porciones de citoplasmas apoptóticos por parte de los macrofagos se debe a que durante la apoptosis la célula expresa en su superficie marcadores que serán reconocidos específicamente. Esto se consigue, entre otras cosas, por el movimiento de la fosfatidilserina, que normalmente se encuentra en la monocapa interna de la membrana, hacia la monocapa externa. Este lípido es una señal para los macrofágos. También cooperan en el reconocimiento la incorporación a la membrana de la anexina I y de la calreticulina. Se ha considerado que la apoptosis es un proceso irreversible una vez que se han activado las primeras caspasas. Sin embargo, se ha encontrado que al inactivar los macrófagos algunas células destinadas a morir por apoptosis pueden recuperarse. De manera que la acción de los macrófagos es asegurarse de que una vez que se inicia la apoptosis las célula va realmente a morir. Por otra parte, la necrosis es una muerte celular debida normalmente a daños celulares producidos por agentes externos tales como temperatura, presión, tóxicos, etcétera. La diferencia con la apoptosis es que la necrosis es un proceso descontrolado y pasivo que conlleva la rotura de la membrana plasmática y liberación del contenido celular desencadenando procesos inflamatorios. Todavía existe un tercer tipo diferente de muerte celular que está mediada por procesos de autofagia. La muerte por autofagia también se considera que es un mecanismo controlado por la célula. 3. DesarrolloDurante el desarrollo de C. elegans se generan 1090 células somáticas, de las cuales morirán 131 en lugares y en momentos concretos. Este patrón de producción de un exceso de células que luego serán eliminadas se observa en todas las especies. Aparentemente es un derroche de energía, pero las apariencias engañan. MorfogenesisQuizá el ejemplo clásico de la participación de la apoptosis en la morfogénesis de un órgano durante el desarrollo embrionario es la eliminación de las membranas interdigitales. Los dedos de las extremidades están inicialmente conectados por masas celulares que luego serán eliminadas, resultando en la forma final de los dedos. Sin embargo, los patos y otras aves acuáticas poseen membranas entre sus dedos que les permiten impulsarse en el agua. En estas especies la apoptosis es muy escasa entre los dedos. La muerte celular en las especies con dedos separados tiene un efecto como esculpir una estructura para darle una forma final. Otro ejemplo claro ocurre durante la metamorfosis de muchas especies, particularmente en anfibios, en los cuales la apotosis participa en la reorganización del cerebro y del digestivo, así como en la eliminación de la cola. A veces la muerte celular de ciertas poblaciones celulares durante el desarrollo favorece la liberación de tensiones mecánicas que permiten el plegamiento o cambio de forma de estructuras embrionarias. Parece ser que esto ocurre durante el cierre del tubo neuronal de mamíferos donde gracias a la apoptosis se acelera su cierre. La formación de la cavidad proamniótica en los embriones de mamíferos es resultado de procesos apoptóticos en el centro de la masa de células internas tras el implante del embrión. A este proceso se le denomina cavitación. El tamaño de los órganos es un balance entre proliferación y muerte celular producida durante el desarrollo o en estado adulto. Existen genes relacionados con la proliferación, particularmente los de la vía Hippo que inhiben los procesos apoptóticos. Normalmente estos genes están implicados en cascadas de señalización que cuando no se activan se favorecen los procesos apoptóticos y por lo tanto la eliminación de células del órgano. Ajuste fino de la funciónEstá demostrado matemáticamente que es menos costoso en términos de información sobreproducir inicialmente elementos de una estructura tosca y luego eliminar los excesos para obtener una forma final funcionalmente más precisa. Esto es claro en el sistema nervioso donde establecer las conexiones iniciales de forma precisa requeriría una cantidad de información impresionante, pero mucho menos si primero se establecen las conexiones entre neuronas de una manera poco fina y luego se eliminan las células que establecieron conexiones incorrectas. Mueren aquellas neuronas que no hayan sido capaces de establecer conexiones funcionales. De la misma forma, hacer reordenaciones aleatorias para producir muchos linfocitos y luego eliminar a aquellos que produzcan reacciones autoinmunes es más barato, unos 60 genes, que los 100000 genes que serían necesarios para producir cada uno de las líneas de linfocitos. Este proceso de economía se puede aplicar también a procesos de morfogénesis y regionalización. 4. HomeostasisLa apoptosis en animales adultos sirve para contrarrestar las proliferación por mitosis que ocurre en muchos tejidos. Es un proceso continuo de muerte celular y reemplazo por células nuevas. La eliminación de las células apoptóticas la hacen los macrófagos. En la mayoría de los tejidos hay aproximadamente un 15 % de las células que son macrófagos. Este equilibrio entre proliferación y eliminación celular evidente en los epitelios, donde hay una renovación constante de las células y un balance entre nacimiento y muerte celular. Por ejemplo, la queratinización de la epidermis es un proceso apoptótico especializado. También el ciclo de vida de los enterocitos del intestino comienza con la proliferación en las criptas de la mucosa intestinal, el desplazamiento de los enterocitos hacia las zonas más superificiales y su muerte por apoptosis en las vellosidades intestinales. Esto ocurre también los epitelios de las vías respiratorias. Esto es interesante en células que están expuestas a agentes potencialmente patógenos o tóxicos y es más rentable su renovación que favorecer su resistencia y reparación a tales agentes. El balance entre proliferación celular y apoptosis es importante también en la sangre. Esta regulación empieza al nivel de las células madre hematopoyéticas, donde su población es regulada por apoptosis, y por tanto se controla la cantidad de células sanguíneas producidas. Incluso las plaquetas pueden ser reguladas por apoptosis. Las plaquetas son un ejemplo de apoptosis en estructuras no nucleadas. La apoptosis es un proceso normal durante la respuesta inmune. Los linfocitos T citolíticos emplean perforina y granzima B para eliminar a las células infectadas. La granzima B activa directamente las caspasas, pero también en otras vías como la activación de una molécula denominada Bid que actúa sobre la mitocondria favoreciendo la salida de citocromo C y activando la vía interna de la apoptosis. Pero además, La apoptosis juega un papel importante mediante la eliminación de los linfocitos B y T una vez que la respuesta inmune ha terminado. Esta acción está mediada por Bcl-2 y por la activadad antigénica. Se ha propuesto que las células altamente estimuladas por los antígenos, es decir que han desarrollado anticuerpos contra ellos, disminuyen disminuyen la influencia de Bcl-2 y aumentan la de los receptores de muerte de manera que son células más sensibles a sufrir apoptosis. Hay numerosas causas que hacen estresarse a una célula, lo que puede provocar un descontrol y mal funcionamiento de esta. Entre estas causas están daños en el ADN, fallos en la división celular, producción y acumulación de proteínas aberrantes, aumento de especies moleculares reactivas o infección por patógenos. Todas ellas, si alcanzan una determinada intensidad, disparan los procesos apoptóticos. El cáncer es un claro ejemplo donde la apotosis juega un papel importante. Más concretamente, la inhibición de ésta favorece la proliferación y progresión del cáncer. La resistencia de las células tumorales a la apoptosis se da por mutaciones que afectan a genes proapoptóticos. Por ejemplo, alteraciones en los receptores FAS, disminución de su producción o síntesis de receptores defectuosos, de manera que no pueden ser reconocidos por los linfocitos citotóxicos, o disminución de la expresión de los genes bcl-2 proapoptóticos, Durante el envejecimiento hay una alteración de la apoptosis en diferentes tejidos. Mientras en unos hay un aumento en otros hay una disminución. Por ejemplo, hay un aumento de la apoptosis en el sistema inmune, en el músculo esquelético, en el músculo cardiaco y en enfermedades neurodegenerativas, mientras que por otra parte las células cancerosas y las senescentes son resistentes a morir por apoptosis, favoreciendo su aumento durante el envejecimiento. Bibliografía Elmore S. 2007. Apoptosis: A Review of Programmed Cell Death. Toxicology and pathology. 35:495-516. Henson PM, Hume DA. 2006. Apoptotic cell removal in development and tissue homeostasis. Trends in immunology. 27:444-250. Suzane M, Steller H. 2013. Shaping organisms with apoptosis. Cell death and differentiation. 20:669-675. Page 20En esta página vamos a tratar la organización estructural de la cromatina a lo largo del ciclo celular y las características morfológicas de los cromosomas. La información genética de las células eucariotas está almacenada en cadenas de ADN enormemente largas (si exceptuamos a las mitocondrias y a los cloroplastos, con cadenas de ADN mucho más cortas). El ADN es una molécula relativamente inerte y necesita de las proteínas para expresarse, para regular dicha expresión, para replicarse y para organizarse en el interior del núcleo. También necesita la actividad de las proteínas para que se repartan durante la fase M las dos copias de cada molécula de ADN, tras replicarse durante la fase S, entre las dos células hijas resultantes. Por tanto, el ADN siempre está asociado a proteínas y al conjunto de ADN más proteínas asociadas se le denomina cromatina. En el núcleo en interfase (fases G1, S y G2) y en células que no se están dividiendo, se puede observar a la cromatina en dos estados: poco densa (eucromatina) y más empaquetada (heterocromatina) (Figura 1), mientras que en la fase M, sobre todo en metafase, la cromatina está fuertemente compactada formando unas estructuras denominadas cromosomas. Tras la fase M, la cromatina que forma los cromosomas se descondensa para formar de nuevo un núcleo típico en interfase. Es decir, durante el ciclo celular se produce condensación y descondensación de la cromatina. Aunque también fuera de la fase M se producen cambios en la compactación de la cromatina. Así, la denominada heterocromatina facultativa, también denominada eucromatina heterocromatinizada, puede cambiar entre los estados de heterocromatina y de eucromatina según las necesidades de la célula. 1. Nucleosomas (10 nm de diámetro)Como vimos en la página dedica a la cromatina, el ADN siempre se encuentra asociado a unas proteínas denominadas histonas. La asociación ADN-histonas produce una unidad de organización básica que se denomina nucleosoma (Figura 2). Podríamos decir que el nucleosoma es el nivel más básico de empaquetamiento del ADN. Se estima que un núcleo de una célula humana contiene 3,3x107 nucleosomas. Un nucleosoma está formado por un núcleo de histonas, alrededor del cual está enrollada la cadena de ADN. Esta última da aproximadamente dos vueltas al núcleo de histonas, lo que representa unos 166 pares de bases (el ADN es una doble cadena). Entre dos núcleos de histonas contiguos, más ADN enrollado, existe ADN de unión de unas 34 pares de bases de longitud, por lo que existen "cuantos" de unos 200 pares de bases que se repiten en la cromatina. Hay que tener en cuenta que este ADN de unión entre nucleosomas puede variar ampliamente entre tipos celulares y tejidos diferentes, incluso dentro de un mismo núcleo. La parte proteica del nucleosoma está constituida por un octámero de histonas formado por cuatro dímeros de los tipos de histonas H3, H4, H2A y H2B. Cada una de estas histonas tiene una secuencia de unos 30 aminoácidos en su extremo amino que sobresale del nucleosoma y que es una de las regiones mejor conservadas evolutivamente. Estas "colas" de las histonas tienen dos funciones importantes: regulan el acceso de otras proteínas al ADN para la transcripción, replicación y reparación, y permiten grados de mayor compactación de la cromatina mediante la interacción y acercamiento de nucleosomas vecinos. 2. Fibras (30 nm de diámetro)La histona H1 o histona de conexión, de la cual en mamíferos hay al menos 8 variantes, se asocia al ADN de unión, en un lugar muy próximo a la salida o entrada del ADN al nucleosoma. Una función de la histona H1, junto con las histonas del nucleosoma, es favorecer el empaquetamiento de la cromatina en fibras de 30 nm de grosor. Existen diferentes teorías en cuanto al modo en que se organiza el ADN cuando se compacta en estas fibras: formando una hélice, en zig-zag o con uniones cruzadas, entre otras. Hay diversos modelos de cómo se aumenta la compactación de la cromatina desde las fibras hasta los cromosomas, el mayor grado de empaquetamiento de ADN. La mayoría de los autores proponen que las fibras se organizan formando bucles, de unos 300 nm. Se ha propuesto que los bucles se empaquetan más en unas estructuras denominadas cromómeros (300 a 700 nm). Éstos últimos serían también constituyentes de la heterocromatina y aparecerían en forma de granulado oscuro en los núcleos en interfase. Sin embargo, numerosos autores proponen que los bucles se compactan directamente, sin formar estructuras discernibles más compactadas, hasta formar los cromosomas. La heterocromatina correspondería con diferentes grados de empaquetamiento de las fibras de 30 nm. 3. CromosomasCohesinas y condensinas.La entrada en fase M supone que la mayor parte de la cromatina, tanto eucromatina como heterocromatina, pasará a formar los cromosomas. Esta última compactación está dirigida y mantenida por una serie de proteínas entre las que se encuentran la cohesina y la condensina, y aparentemente la topoisomerasa 2. Cada cromosoma en metafase está formado por dos cromátidas hermanas, que resultan de la replicación del ADN durante la fase S y se mantienen unidas por las condensinas. Esta unión entre cromátidas quedará posteriormente reducida a una única región, la región centromérica. Muchas de las especies animales que nos son comunes son diploides, es decir, tienen dos copias de cada cromosoma (cromosomas homólogos) y son portadoras por tanto de dos formas de cada gen, denominadas alelos. El cariotipo es el conjunto completo de los pares de cromosomas de una célula tal y como aparecen en metafase (Figura 3). El número, las formas y los tamaños de los cromosomas que forman el cariotipo son característicos para cada especie, aunque existan excepciones. Hay dos tipos de cromosomas en un cariotipo: los autosomas y los cromosomas sexuales. Mientras que los autosomas son los mismos en hembras y en machos, los sexuales pueden ser diferentes. Por ejemplo, las hembras de los mamíferos presentan dos cromosomas X mientras que los machos presentan un cromosoma X y otro Y (La última pareja de la primera fila de la imagen anterior del cariotipo son los cromosomas sexuales). En cuanto al número de cromosomas, éste puede variar según la especie considerada, desde 1 ó 2 cromosomas, como en ciertas especies de hormigas, hasta más de 700, como en algunos helechos. Con el microscopio óptico se pueden observar diferentes regiones en los cromosomas caracterizadas por diferencias morfológicas (Figura 4) debidas al distinto grado de compactación de la cromatina como los centrómeros o constricciones primarias, las constricciones secundarias y los satélites, por su situación en el cromosoma como los telómeros o por las diferencias en su tinción como las bandas. Los extremos de los cromosomas se denominan telómeros y el lugar de unión de las cromátidas hermanas se denomina centrómero o constricción primaria. La forma de los cromosomas es importante para el estudio de los cariotipos puesto que nos permite identificar y comparar cromosomas de forma individualizada (Figuras 3 y 5). Principalmente viene determinada por la posición del centrómero, pues éste pone de manifiesto en el cromosoma sus dos brazos, generalmente uno más corto que el otro. Los cromosomas metacéntricos presentan dos brazos de longitud similar (por ejemplo, las parejas A5 y E20 de la imagen del cariotipo; Figura 3), los submetacéntricos tienen un brazo claramente más corto que el otro (por ejemplo, las parejas A2 y C14 de la imagen del cariotipo; Figura 3). En los cromosomas subtelocéntricos o acrocéntricos la diferencia en longitud de los brazos es mayor que en los submetacéntricos (por ejemplo, la parejas B6 y D19 de la imagen del cariotipo; Figura 3) y en los cromosomas telocéntricos uno de los brazos es muy corto o inexistente, es decir, el punto de unión entre cromátidas hermanas está en el extremo de éstas (por ejemplo, las parejas D16 y D17 de la imagen del cariotipo). En centrómero típico aparece como una constricción, denominada primaria, visible con el microscopio óptico en los cromosomas en metafase de eucariotas superiores (Figura 6). Se podría definir una constricción primaria como un lugar del cromosoma donde no se pueden discernir las dos cromátidas hermanas y en el que ambas cromátidas son más delgadas que en el resto del cromosoma. El centrómero es una región especializada del cromosoma, formada por cromatina menos condensada, que dirige la segregación de los cromosomas en la anafase. Esto es debido a que sobre él se ensambla un complejo proteico, el cinetocoro, al que se unen parte de los microtúbulos que constituyen el huso mitótico, posibilitando la correcta separación de las cromátidas hermanas a polos distintos durante la anafase. Hay dos tipos de cinetocoros, los denominados localizados y los difusos. En el primer caso, el más frecuente, el cinetocoro ocupa una región única en el cromosoma (el centrómero) y sobre él convergen parte de los microtúbulos del huso mitótico. Un caso extremo de este tipo es cuando el centrómero está tan localizado que ensambla un cinetocoro al que sólo se une un microtúbulo, como ocurre en algunas levaduras. Los cinetocoros difusos, que son poco frecuentes, no se localizan en una región pequeña del cromosoma sino que las proteínas del cinetocoro se distribuyen por todo el cromosoma, así como los puntos de anclaje de los microtúbulos. En los brazos de los cromosomas se detectan a veces otras constricciones, denominadas secundarias, en las que las cromátidas hermanas no están unidas como en el centrómero y que son regiones de cromatina menos condensada. La constricción secundaria mejor conocida es la generada por la presencia de las secuencias de ADN que forman parte del nucléolo, denominada región organizadora del nucléolo (NOR). Esta constricción secundaria sólo aparece en uno o varios cromosomas del cariotipo y se encuentra situada en una región intermedia (no terminal) del cromosoma. Si estas regiones intermedias están próximas a los telómeros, las constricciones secundarias separan un pequeño fragmento terminal de la cromátida del resto de la misma. Estos fragmentos terminales son denominados satélites y aparecen por ejemplo en los extremos de los brazos cortos de los cromosomas humanos 13, 14, 15, 21 y 22. También con el microscopio óptico se pueden distinguir ciertas regiones dispuestas en bandas de distinta intensidad de tinción o de distinto color cuando se tiñen los cromosomas con determinados colorantes, algunos fluorescentes (Figura 7). El patrón de bandas depende del tipo de tratamiento previo del cromosoma y de la clase de tinción empleada, así como de las características estructurales (riqueza en pares de bases guanina y citosina, compactación de la cromatina) o funcionales (momento de la replicación) del ADN que las componen. Puesto que estos patrones de bandas son característicos de cada cromosoma, su uso es esencial para identificar inequívocamente cromosomas similares en tamaño y morfología. Las bandas cromosómicas tienen una gran utilidad en la detección de alteraciones cromosómicas o para situar con precisión la posición ocupada por genes concretos en un cromosoma. 4. Cromosomas descondensadosSi pensamos en el núcleo interfásico como un amasijo de cromatina, consecuencia de la descondensación de los cromosomas, es difícil imaginar cómo la célula es capaz de manejar esta cromatina, condensarla, descondensarla, regularla y expresarla, sin formar un enorme enredo. Lejos de ser un amasijo, en 1980 se observó que los cromosomas de mamíferos ocupaban territorios espaciales definidos en el núcleo (Figura 8). Estos territorios son casi esféricos, de unos 2 a 4 µm de diámetro,y los territorios de diferentes cromosomas sólo se mezclan un poco en sus bordes (en levaduras, sin embargo, los límites entre territorios no están tan bien definidos). Muchas evidencias soportan una organización no aleatoria de los territorios en el nucleoplasma. Aunque la disposición puede diferir entre tipos celulares, estados de diferenciación y a lo largo del ciclo celular, parece que la ordenación territorial es bastante estable en el tiempo para una misma célula. Por tanto, los territorios que ocupan los cromosomas dentro del núcleo no son al azar. Los más activos suelen localizarse en el centro del núcleo, mientras que los menos activos lo hacen cerca de la envuelta nuclear. No sólo eso, dentro de cada territorio las regiones que se replican durante la primera mitad de la fase S (regiones de replicación temprana) se encuentran separadas de las que se replican en la segunda mitad de la fase S (regiones de replicación tardía). Las interacciones con el lámina nuclear y con las membranas de la envuelta ayudan en esta segregación por territorios. Es interesante reseñar que también los cromosomas homólogos se despliegan en regiones diferentes del núcleo. Dentro de cada territorio hay subterritorios o dominios (Figura 9). Así, hay territorios de cromatina reprimida: cromatina policómbica, heterocromatina y otra menos caracterizada. La cromatina activa o abierta puede contener secuencias reguladoras, promotores, secuencias transcritas y regiones unidas a proteínas cromatínicas aislantes. A pesar de ello, los territorios no determinan por completo cómo se va a comportar un gen. La cromatina reprimida no parece interactuar con otros territorios, mientras que la cromatina abierta puede hacerlo, incluso con dominios de otros territories cromosómicos. Los mecanismos para la formación de las dominios cromosómicos son las interacciones locales entre lazos de cromatina. Por ejemplo, la cromatina activa tienen más propensión a interactuar con otras zonas cercanas de cromatina activa que con cromatina reprimida. Bibliografía Belmond AS. Mitotic chromosome scaffold structure: new approaches to an old controversy. Proceedings of the National Academy of Sciences USA. 2002. 99:15855 -15857. Bolzer A, Kreth G, Solovei I, Koehler D, Saracoglu K, Fauth C, Muller S, Eils R, Cremer C, Speicher MR, Cremer T. Three-dimensional maps of all chromosomes in human male fibroblast nuclei and prometaphase rosettes. PLOS biology. 2005. 3(5):e157. doi:10.1371/journal.pbio.0030157 Cavalli G, Misteli T. 2012. Functional implications of genome topology. Nature structural and molecular biology. 20: 290-299. Vagnarelli P, Ribeiro SA, Earnshaw WC. Centromeres: old tales and new tools. FEBS Letters. 2008. 582:1950 -1959. Wanner G, Formanek H. A new chromosome model. Journal of structural biology. 2000. 132:147 -161. Page 21Los centrosomas son centros organizadores de microtúbulos que están presentes en las células animales, tanto en interfase como durante la mitosis. Están formados por dos componentes: una pareja de centriolos y el material pericentriolar. Además, la actividad del centrosoma parece ser necesaria para la consecución del ciclo celular. Este papel está mediado por las proteínas, se estiman en más de 100 diferentes, que se encuentran formando parte del material pericentriolar, bien permanentemente o bien de forma pasajera. Los cambios en la actividad del centrosoma y su papel en las diferentes etapas del ciclo celular depende de la composición del material pericentriolar, la cual es distinta según la fase del ciclo celular en que se encuentre. Durante la fase G1 del ciclo celular, o en fase G0, cada célula posee un solo centrosoma. Sin embargo, cuando una célula pasa el punto de control G1/S y comienza la fase S, además de iniciarse la replicación del ADN, se produce la replicación del centrosoma. 1. ¿Para qué se duplica? Para formar el huso mitótico.La división celular debe procurar que las cromátidas de cada cromosoma se repartan equitativamente entre las células hijas. De otra manera se podrían producir células con juegos anormales de cromosomas (aneuploidías) que desencadenaría la falta o el exceso de algunos cromosomas en las células hijas o la desregulación de ciertos genes, todo ello con consecuencias potencialmente peligrosas para un organismo, como por ejemplo la inviabilidad celular o la aparición de células tumorales. La segregación adecuada de las cromátidas depende de la formación y acción de un sistema de microtúbulos denominado huso mitótico, el cual debe estar correctamente formado, y que depende a su vez de la acción de los centrosomas. Durante la fase S la célula hace una réplica de su centrosoma y por tanto tenemos dos centrosomas en la célula. Durante la fase G2 se colocan en lugares separados dentro del citoplasma, y durante la fase M formarán el huso mitótico bipolar. Tras la citocinesis cada célula hija contiene un centrosoma. Así, igual que el ADN, el centrosoma debe duplicarse una y sólo una vez en cada ciclo de división. 2. ¿Cómo se sincroniza su duplicación con la del ADN? Por la acción fosforiladora de enzimas quinasas.La duplicación y cambios que sufren los centrosomas están sincronizados con otros eventos que ocurren en la célula durante el ciclo celular (Figura 1). El paso de la fase G1 a la S del ciclo celular se debe a la actividad de quinasas (enzimas que añaden grupos fosfato) dependientes de ciclina. En el centrosoma se produce la primera activación de la Cdk1/ciclina B, que inicia la fase S. Además, la replicación del centromas comparte reguladores con la replicación del DNA. Por ejemplo, ambos son dependientes de Cdk2/ciclina E. La quinasa Plk4 parece ser crucial por su papel en la replicación de los centriolos. En el centrosoma y en el interior del núcleo existen moléculas (por ejemplo, la nucleofosmina en el centrosoma) que son fosforiladas por estas quinasas y que por tanto son activadas simultáneamente. Las proteínas fosforiladas provocan la duplicación del ADN en el núcleo y la de los centriolos, y por tanto del centrosoma, en el citoplasma. Hay otros posibles mecanismos como los pequeños aumentos de calcio que se produce antes de iniciarse la fase S y que podrían activar otras quinasas dependientes de calcio en el citoplasma y también en el núcleo. 3. ¿Cómo se duplican los centrosomas? Nucleación de nuevos centriolos sobre los centriolos preexistentes.La duplicación del centrosoma depende de la duplicación de los centriolos (Figura 2). Todo centrosoma antes de entrar en la fase S contiene dos centriolos denominados madre e hijo, respectivamente. Ambos centriolos están conectados por proteínas que los mantienen unidos. La duplicación de los centriolos, tanto el centriolo madre como el centriolo hijo, comienza al principio de la fase S. Se crean los denominados procentriolos. La elongación de los procentriolos ocurre al final de la fase S. Es interesante hacer notar que a un centriolo recién formado le lleva un ciclo de división y medio convertirse en un centriolo madre con la adquisisción de los apéndices distales y subdistales.
Durante la mitosis los centriolos están dispuestos ortoganalmente, pero esta disposición cambia tras la mitosis. La separación se produce ya en la mitosis tardía. Requiere la actividad de la Plk1 y otras proteínas. Entonces se establece otra unión entre ellos mediante proteínas como la "rootelin" y Nap1. Estas proteínas conectan las partes proximales de los centriolos y persistirá así hasta G2/M si la célula se va a volver a dividir (Figura 3). La "rootelin" también está presente en la parte proximal de los cuerpos basales. Durante la fase G2 se produce una separación de los dos centriolos originales con sus respectivos procentriolos en formación (Figura 3). Los centriolos, con su material pericentriolar asociado, se mueven gracias a la quinesina Eg5, una proteína motora asociada a los microtúbulos. Esto requiere la rotura de las fibras proteicas que conectaban ambos centriolos originales durante toda la fase G1 y S, liberándose cada centriolo con su procentriolo en formación. Esta separación de los centriolos originales más procentriolos conlleva que se reparta el material pericentriolar, apareciendo entonces dos centrosomas. En la transición entre fase G2 y M se requiere un cambio importante en los centrosomas que se denomina maduración del centrosoma. Antes de la mitosis, los centriolos empiezan a reclutar más material pericentriolar. En este proceso se altera la composición proteica del material pericentriolar. Por ejemplo, aumenta el número de anillos de γ-tubulina, con lo que aumenta la capacidad para originar microtúbulos. Inicialmente se pensó que el material pericentriolar tenía una disposición amorfa pero ahora se sabe que está organizado en capas a modo de toroides (especie de donuts). Es útil considerar al material pericentriolar dividido en dos grupo de proteínas: aquellas asociadas con el centriolo madre durante todo el ciclo celular (por ejemplo, la pericentrina y la plk4), y aquellas que son fuertemente incorporadas antes de la mitosis (por ejemplo, la γ-tubulina). 4. Los centromas en fase M. Formación del huso mitótico.El huso mitótico se forma durante la fase M. Desde la matriz pericentriolar de cada centrosoma se forman microtúbulos que crecerán hasta contactar con los cinetocoros de los cromosomas (microtúbulos cinetocóricos) o con otros microtúbulos que crecen desde el centrosoma opuesto (microtúbulos polares). Los centrosomas también forman microtúbulos que se orientan hacia la membrana plasmática (microtúbulos astrales) que interaccionan con elementos del citoplasma. Los cromosomas no son actores pasivos sino que participan en la formación y estabilización de los microtúbulos del huso. Este entramado y sus interacciones con otros componentes celulares son cruciales para orientar el huso mitótico dentro de la célula y para orientar la formación del surco de escisión por el cual se dividirá la célula. Este plano por el que la célula madre se dividirá en dos es siempre perpendicular al eje del huso mitótico y suele ser equidistante a los dos centrosomas (Figura 4). La localización y orientación del plano de división es trascendental para el reparto de constituyentes celulares entre las células hijas y para el reparto desigual cuando las divisiones son de tipo asimétrico. Sin embargo, la estricta necesidad de los centrosomas, y por tanto de los centriolos, para formar el huso mitótico no está totalmente clara. Se ha demostrado que cuando se eliminan los centriolos de una célula animal mediante aplicación de láser muy preciso se puede formar un huso mitótico gracias a la acción de los cromosomas y de las proteínas motoras, aunque la citocinesis no se produce o es deficiente. En las plantas vasculares no existen centrosomas, aunque forman husos mitóticos normales y citocinesis completa. Por tanto, los centrosomas no parecen imprescindibles para la formación del huso mitótico en las células animales, aunque cuando están presentes son los principales responsables de su formación y sí parecen imprescindibles para completar correctamente la división celular. 5. Los centrosomas en citocinesis.Quizá uno de los papeles más importantes que tienen los dos centrosomas en las células animales se pone de manifiesto durante la citocinesis porque establecen la orientación del surco de división. Este plano, por el que se divide una célula, es siempre perpendicular al eje del uso mitótico, y por tanto depende de la posición de los dos centrosomas. La ausencia de un centrosoma o la existencia de más de dos centrosomas parece impedir una orientación adecuada. Una orientación adecuada es crucial cuando han de producirse divisiones asimétricas. Las divisiones asimétricas son trascendentales durante la meiosis femenina, durante el desarrollo embrionario temprano y en otros muchos procesos de diferenciación, como por ejemplo en el mantenimiento de las células madre y la diferenciación de sus descendientes. Sin divisiones asimétricas correctas un animal no es viable. La orientación adecuada del huso mitótico se consigue gracias a la interacción de los microtúbulos astrales con otros elementos del citoesqueleto situados en la periferia celular. Aparte de la orientación del huso mitótico, el centrosoma parece importante durante la citocinesis puesto que algunas células eucariotas, como en las humanas, el centriolo madre viaja hasta la zona de cierre definitivo del surco de división y este movimiento coincide con la separación celular. También es importante el centrosoma para regular el tráfico vesicular, relevante durante la citocinesis. 6. ¿Qué pasa si hay más de dos centrosomas?A pesar de que intuitivamente parece conveniente tener dos centrosomas para que sea correcta la formación del huso mitótico y así una segregación segura y equitativa de los cromosomas entre las células hijas y una división celular adecuada, existen algunas células en las que hay más de dos centrosomas. Por ejemplo, durante la diferenciación de los hepatocitos o de las células musculares. Pero esto no es habitual y ocurre durante etapas muy concretas. Por el contrario, la existencia de más de dos centrosomas suele ser síntoma de una anormalidad celular. Cuando esto ocurre se dice que la célula tiene centrosomas supernumerarios. La presencia de centrosomas supernumerarios es habitual en un alto porcentaje de las células tumorales, lo que llevó a pensar que eran los centrosomas los causantes de las aberraciones cromosómicas. La presencia de más de dos centrosomas puede llevar a la formación de husos mitóticos multipolares que puede desencadenar un reparto anormal de cromátidas. Sin embargo, no está claro si la presencia de numerosos centrosomas en estas células tumorales es causa o consecuencia del proceso cancerígeno. Así, es posible crear células que son capaces de manejar un exceso de centrosomas. El mecanismo es concentrar más de un centrosoma en cada uno de los polos del huso mitótico por la interacción de los microtúbulos entre sí gracias a la acción de las proteínas motoras como la dineína, o por la acción de los filamentos de actina en la regulación y posicionamiento del huso mitótico. Entonces, ¿por qué se controla tan estrictamente el número de centromas en las células animales? Como dijimos anteriormente, parece que la orientación del huso mitótico y por tanto el plano de división celular puede verse afectado cuando hay más de dos centrosomas y por tanto las divisiones asimétricas pueden ser defectuosas, siendo este tipo de división crucial para los organismos. Bibliografía Acilan C, Saunder WS. A tale of too many centrosomes. Cell. 2008. 134:572-575. Azimzadeh J, Bornens M. Structure and duplication of the centrosome. Journal of cell science. 2007. 120:2139-2142. Bettencourt-Dias M, Glover DM. Centrosome biogenesis and function: centrosomics brings new understanding. Nature reviews in molecular and cell biology. 2007. 8:451-463. Bornens M. Organelle positioning and cell polarity. Nature reviews in molecular and cell biology. 2007. 9:874-886. Bornens M. The centrosome in cells and organisms. Science. 2012. 335: 422-426. Fu J, Hagan IM, Glover DM . The centrosome and its duplication cycle. Cold Spring Harbour perspectives in biology. 2015. 7: a015800. Marshall WF. What is the function of centrioles? Journal of cell biochemistry. 2007. 100:916-922. Page 22
Centrosome is a MTOC (microtubule organizing center) found in animal cells, in both interphase and M phase. It is composed of a pair of centrioles and a surrounding pericentriolar material. A correct cell cycle may depend on proper centrosomal activity. More than 100 proteins forming part of the pericentriolar material, either permanently or transiently, are thought to participate in the cell cycle progression. The composition of the pericentriolar material changes during the cell cycle, determining the role of the centrosome in each cell cycle phase.
During G1 of the cell cycle, or during G0, animal cells contain one centrosome. However, when cells pass the G1/S restriction point, S phase begins, and it leads to both DNA replication and to centrosome replication.
During cell division, each of the two sister chromatids of every chromosome separates and go to one of the two new daughters. Otherwise, cells may get wrong number of chromosomes (aneuploidy), which means that a cell may lack some genes or miss-regulates gene expression with potential dangerous consequences like cell inviability or becoming a cancer cell. A correct chromatids segregation depends on the proper formation of the mitotic spindle, a microtubule scaffold that are nucleated from two centrosomes. The two centrosomes are the mitotic spindle poles. During S phase of the cell cycle, the centrosome is duplicated, and during G2 phase the two centrosomes move apart from each other to be at distant locations in the cytoplasm. During M phase, each centrosome nucleates microtubules of the mitotic spindle, which is bipolar. After cytokinesis, each daughter cell keeps a centrosome. Thus, like the DNA, centrosome has to be duplicated once and only once during each division.
Dentrosome duplication and changes in their behavior are synchronized with other processed happening along the cell cycle (Figure 1). CDKs (cyclin-dependent kinases) are phosphorylating enzymes responsible for ending G1 phase and starting S phase. In the pericentriolar material of the centrosome, CDK1/Cyclin B is firstly activated for beginning the S phase. In addition, centrosome duplication shares molecular regulators with DNA replication. For example, both depend on CDK2/Cyclin E activity. In both, the centrosome and inside the nucleus, there are molecules that are phosphorylated by these kinases and therefore they are activated at the same time, leading to DNA replication and centrosome duplication at the same time. Other mechanisms, like the increase in calcium concentration at the beginning of the S phase, may synchronize the activation of enzymes in both the cytosol (centrosomes) and inside the nucleus (DNA).
Figure 1. Centrosome behavior during cell cycle. During G1 phase, centrioles get disorganized and loose the orthogonal disposition. Beginning the S phase, two new procentrioles nucleate from the two preexistent centrioles. At the end of S phase, procentrioles increase their length. In G2 phase, there is an increase in the pericentriolar material (not depicted). At the end of G2 phase, each centrosome migrates to opposite places on the nuclear envelope. During M phase, the mitotic spindle is nucleated from the two centrosomes and sister chromatids are segregated between the two daughter cells. After cytokinesis, each daughter cell contains one centrosome, and the cell cycle may start again. 3. Centrosome duplicationCentrosome duplication depends on centrioles duplication (Figure 2). Every centrosome contains a pair of centrioles before entering in S phase, mother and daughter centriole. Fibrous proteins link both centrioles and keep them together. Mother and daughter centriole duplication starts at the beginning of S phase. Procentrioles are the new nucleated centrioles, which elongate at the end of the S phase to reach a proper length. It is of notice that a procentriole takes a complete cell cycle and a half to become a mother centriole, which bears distal and subdistal appendages.
Figure 2. Centriole duplication involves a set of protein that form a cart-wheel like structure close to the proximal end of each centriole (mature: mother; centriole: daughter). From this structure, triplet microtubules nucleate to form the procentriole. The centriole duplication starts at the beginning of the S phase. During mitosis, centrioles of a centrosome are orthogonaly arranged, but this disposition changes in late mitosis or after mitosis. Separation of centrioles from each other happens by the activity of several proteins like Plk1. Then, other proteins like rootelin and Nap1 make the connection between the proximal ends of both centrioles. This linking lasts untill G2/M transition (Figure 3). Rootelin is also present in the proximal end of basal bodies.
Figure 3. Both centrioles are linked by a protein scaffold. Durin G2/M transition, the intercentriole binding is disorganized and centrioles may travel to distant places of the cytoplasm, taking with them half of the pericentriolar material (adapted from Azimzadeh y Bornens, 2007). The two centrioles, carrying their own procentriole and a portion of the pericentriolar material, separate from each other in G2 (Figure 3). The movement is driven by the activity of Eg5 kinesin, a microtubule associated motor protein. Centriole separation requires breaking the connector fibers that kept the two centrioles together during G1 and S phases, and it ends up with two new centrosomes in the cell. G2/M transition leads to a maturation period of the two new centrosomes. Before mitosis, centrosomes recruit more pericentriolar material changing its molecular composition. For example, gamma-tubulin rings increase in number rising the number of microtubule nucleation sites. It was thought that pericentriolar material was amorphous material, that is, it does not show any organization. However, it is organized in layers showing torus-like structures (a shape similar to donuts). It is also useful dividing the pericentriolar material in two types of molecules: those permanently associated with centrioles, like pericentrin and Plk4, and those recruited transiently like gamma-tubulin. 4. Mitotic spindleMitotic spindle is built during the M phase of cell cycle. Spindle microtubules nucleate in the pericentriolar material of the two centrosomes. There are kinetocoric microtubules contacting with chromosomes, interpolar microbules contacting between each other, and astral microtubules with the plus ends toward the cell periphery. Chromosomes are not passive players, since they are involved in the formation and stabilization of microtubules. The position of centrosomes and the interaction of spindle microtubules with other cell components influence the orientation of the mitotic spindle, and therefore to place the division plane. The division plane is set perpendicular to the long axis of the mitotic spindle and at the same distance from the two centrosomes (Figure 4). Location and orientation of the division plane determine the distribution of the cell components between the two daughter cells.
Figure 4. The position of centrosomes determine the orientation of the mitotic spindle and the division plane. Whether centrosomes are essential for the formation of the mitotic spindle or not is not clear yet. When centrioles are removed by very precise laser irradiation, animal cells can still build a mitotic spindle thanks to chromosomes and microtubule motor proteins, although there is no cytokinesis or it is defective. There are no centrosomes in plant cells, but they make perfect mitotic spindles and carry out complete cytokinesis (by different mechanism than in animal cells). Centrosomes do not appear to be indispensable for the mitotic spindle formation in animal cells. However, when they are present, centrosomesare the main responsible for the mitotic spindle formation, and they are necessary for a correct cell division. 5. Cytokinesis.One of the most important roles of centrosomes during cytokinesis is to establish the place where the division plane is going to take place. This plane is always perpendicular to the mitotic spindle and therefore depends on the initial position of the two centrosomes. No centrosomes or more than two centrosomes usually lead to a wrong position of the division plane. The correct position is essential for asymmetrical divisions, which end up with two daughter cells having unequal amount of mother cell components. Thus, the two daughter cells may have different fates, both functionally and morphologicaly. For example, asymmetrical divisions are essential during female meiosis, early embryo development, many cell differentiation processes, maintaining a pool of adult stem cells, and many others. An animal is not viable without asymmetrical divisions. During cytokinesis in some animal cells, like human cells, the mature centriole travels to the region where division furrow is going to be finally closed, and this movement happens at the same time as the two daughter cytoplasms get separated. Centrosome also appears to be important for regulating the vesicular trafficking during cytokinesis. 6. Supernumerary centrosomesAlthough there are some cells containing more than two centrosomes, like muscle cells and hepatocytes during cell differentiation, having two centrosomes is very convenient for the formation of the mitotic spindle with two spindle poles for a correct chromosome segregation. Actually, more than two centrosomes in a cell is known as supernumerary centrosomes and it is often indicative of a cell flaw. Supernumerary centrosomes are frequent in cancer cell, so that it was thought that centrosomes were responsible for chromosome disturbances because they can build multipolar mitotic spindles and therefore an unequal segregation of chromosomes between the two daughter cells. However, it is not clear if supernumerary centrosomes are cause or effect during cancer progression. Some cells can do correct mitosis with supernumerary centrosomes by concentrating centrosomes in two groups, one at each spindle pole, which is mediated by microtubule motor proteins and actin filaments. Then, why the number of centrosomes is so tightly controlled in animal cells? As we said above, it looks like that the division plane orientation and asymmetric divisions are highly influenced by the position of the mitotic spindle, which depends on the position of the two centrosomes, and these two features are essential for animals. Bibliography Acilan C, Saunder WS. A tale of too many centrosomes. Cell. 2008. 134:572-575. Azimzadeh J, Bornens M. Structure and duplication of the centrosome. Journal of cell science. 2007. 120:2139-2142. Bettencourt-Dias M, Glover DM. Centrosome biogenesis and function: centrosomics brings new understanding. Nature reviews in molecular and cell biology. 2007. 8:451-463. Bornens M. Organelle positioning and cell polarity. Nature reviews in molecular and cell biology. 2007. 9:874-886. Bornens M. The centrosome in cells and organisms. Science. 2012. 335: 422-426. Fu J, Hagan IM, Glover DM . The centrosome and its duplication cycle. Cold Spring Harbour perspectives in biology. 2015. 7: a015800. Marshall WF. What is the function of centrioles? Journal of cell biochemistry. 2007. 100:916-922. Page 23 Centrioles and basal bodies are structures made up microtubules found in most eukaryote cells. Centrioles, together with pericentriolar material, form centrosomes, and basal bodies form flagella and cilia. Both, centrioles and basal bodies have the same molecular organization and can be interchangeable in the cell. That is, a centriole can move near the plasma membrane and form a cilium, and a basal body can travel to the inner part of the cell and forms a centrosome. Centrioles are involved in the centrosome organization, whereas basal bodies polymerize the microtubules of cilia and flagella. However, centrioles and basal bodies have other secondary associated functions.
In humans, a mature centriole, or basal body, is a cylinder of about 150 to 500 nm height, and about 250 nm in diameter. Thus, centrioles /basal bodies are among the largest molecular structures of the cell. The height is variable between centrioles of different cells and it is yet unknown how it is established. The walls of the cylinder are made up of 9 triplet microtubules. However, there are examples of 9 pair microtubules, as in fly fruit embryos, or even 9 single microtubules, as in C. elegans nematode embryos. In any case, microtubules are always with the same orientation, their plus ends are in one part of the cylinder, and the minus ends in the other. They are referred as distal and proximal ends of the centriole/basal body, respectively, and therefore the cylinder is a polarized structure. In triplet microtubules, only one microtubule, known as microtubule A, has the complete set of 13 protofilaments (rows of tubulin dimers), whereas microtubule B and C has only 10 because they are sharing 3 protofilaments with microtubule A and B, respectively. The distal part of the centriole is formed by the plus ends of microtubules A and B, whereas microtubule C is shorter. In young centrioles, there is a protein structure resembling a cart wheel that provides consistence and spatial organization to 9 triplet microtubules (Figure 1).
Figure 1. Molecular organization of centrioles / basal bodies. There are two centrioles in each centrosome: mature and young. Mature centriole bears protein structures known as distal and subdistal appendages. They are found in the distal end of the centriole. Distal appendages are involved with the association of centrioles with the plasma membrane when they migrate to the cell periphery to nucleate cilia and flagella. Subdistal appendages are anchoring sites for microtubules. Basal bodies also have appendages called basal feet and connector fibers, homologous to distal and subdistal appendages. In addition, in the proximal end, basal bodies show long protein rows referred as striated ciliary rootlets. Distal appendages help basal bodies to be anchored to the plasma membrane, whereas striated ciliary rootlets influence the position the cilium or flagellum in the cell periphery. 2. FormationIn the same animal, different number of centrioles and basal bodies can be found in different cell types. Most animal cells contain two centrioles as part of the centrosome, and a basal body as part of a cilium. However, ciliated cells of the trachea epithelium may have hundreds of basal bodies because there are hundreds of cilia. Plant cells, like those of gymnosperms, have lost the capability of synthesizing both centrioles and basal bodies. In some animals it is possible to find cells with and without centrioles. For example, oocyte of mammals and striated skeletal muscle cells lack centrioles. During cell division, having a proper number of centrioles is essential for most animal cells. If just a pair of centrioles are present during mitosis, there will be a monopolar mitotic spindle and cell division will stop. More than two pairs of centrioles will form multipolar mitotic spindles that produce a wrong segregation of chromosomes (aneuploidy), and it may cause cell malfunctioning or even cell death. Before cell division, all cilia must be deassembled along with their basal bodies. Each of the cell centrioles of the centrosome is used as a platform to nucleate two new centrioles during S phase of the cell cycle. Hence, two pairs of centrioles, and no basal bodies, are found in the cell cytoplasm before mitosis begins. These two pairs of centrioles, along with the pericentriolar matrix, form the two centrosomes that nucleate mitotic spindle microtubules. After cytocinesis, each of the two new cells contain a pair of centrioles, i.e. one centrosome. During G1 and the begining of S phase, there are protein complexes called conexion proteins that keep both centrioles together joined by their proximal ends. The connexion proteins are disorganized after the nucleation of the new two new centrioles, so each pair of centrioles can travel independently through the cytoplasm. There are two ways of producing new centrioles / basal bodies. The most frequent is forming new centrioles / basal bodies from another one already present, who works as a platform for the nucleation of the new one. For example, after fertilization, sperm usually provides the first centriole for the new animal. Another way to get new centrioles / basal bodies is by nucleation in cells that do not have a previous one. For instance, some cells need to get many basal bodies to form cilia in a short period of time, and mouse embryos may grow until the 64 cell stage without centrioles. In these cases, centrioles / basal bodies nucleate from a non well-known amorphous material called deuterosome. In centrosomes, the formation of a new centriole, or procentriole, happens near the proximal end (minus ends of microtubules) of the preexisting centriole. A protein cart-wheel like structure is first observed (Figure 2) during S phase of the cell cycle. The cart-wheel has 9 spokes and it needs proteins like Plk4, SAS-6 y STIL. At the end of each spoke, microtubule A is nucleated from a γ-tubulin ring. Microtubules B a C use microtubule A to polymerize, helped by ε- and δ-tubulin. For example, microtubule C is not formed if δ-tubulin is missing. The cart-wheel structure disappears during G1, after mitosis, once the procentrioles get mature. It is unknown how the final length of centrioles is established, but it is clear that only procentrioles can grow in length, which happens during G2 phase of the cell cycle. Procentrioles reach maturity once they polymerize distal and subdistal appendages and reach a proper length.
Figure 2. Growing a new centriole. A procentriole is nucleated from a cart-wheel structure formed near the proximal end of a mature centriole. The cart-wheel structure is observed at the beginning of the S phase of the cell cycle. Once maturation is fulfilled, centrioles are very stable structures. Centriole stability relies on the lack of tubulin dimers exchange between microtubles and the cytosol because dimers are acetylated and polyglutamilated, and have other modifications, that make them remain as part of the centriole microtubules for very long time. In addition, there are protein connections between triplet microtubules that make more stable all the centriolar structure. Microtubules A and B of basal bodies, however, grow to form the nine microtubule pairs of the cilia / flagela axoneme. The increase in length of these microbutules is due to an internal transport of molecules between the base and tip of the cilium / flagellum. 3. FunctionCentrosomeCentrosomes are the main center for organizing and nucleating microtubules in animal cells. Each centrosome is composed of a pair of centrioles and a cloud of surronding proteins known as pericentriolar material. Centriolos are thought important for the organization of centrosomes because they recruit molecules of the pericentriolar material. γ-tubulin rings, which are part of the pericentriolar material, are the real molds to nucleate new microtubules. Both, centrioles and pericentriolar material perform a crucial role during cell division of animal cells by forming the mitotic spindle. However, in some differentiated cells, such as epithelial cells, neurons, and muscle cells, the centrosome is not the main microtubule nucleator. Furthermore, centrosome is not present in most plant cells and yeasts. Actually, the mitotic spindle of plant cells is formed without centrioles. CiliogenesisCilia are formed from basal bodies by the growing of microtubules A and B of each triplet microtubules. After the cell division is concluded, the older centriole of the pair inherited by the daughter cell migrates to the cell surface and becomes a basal body to nucleate a cilium. In trachea ciliated cells, oviduct and ependymus cells, all of them with hundreds of cilia in their free surfaces, basal bodies are formed independently of centrioles. Actin filaments and microtubules are involved in docking all these new basal bodies to the plasma membrane. Cilia, and therefore basal bodies, must be disorganized before a cell begins cell division, which may prevent basal bodies interfering with the formation of a bipolar mitotic spindle by centrioles. Cell asymmetryAsymmetric cell divisions are those where there is an unequal distribution of mother cell components between the two daughter cells. Although centrioles are not completely necessary for cell division, they are needed for asymmetrical cell divisions because they are responsible for the orientation of the mitotic spindle during mitosis. In addition, the daughter cell that bears the pair of centrioles with the older one has a different set of proteins in the pericentriolar material, such as RNA and transcription factors. For example, the daughter cell with the older centriole develops first the cilium and it is able to respond to environmental signals before than the other daughter cell. Thus, it can show a different cell behavior. Cell organizationThe position of centrioles, as part of the centrosome, in the cytoplasm is important for the internal organization of many cell types. It is also important for cell movement because the cell need to have different compartments in the front part compared to the rear part. In astrocytes, the Golgi apparatus is located in the front, whereas the nucleus is found near the rear part of fibroblasts. The centrosome is responsible for the distribution of these two cell compartments. The place of centrosome, therefore the centrioles, in a particular location of the cytoplasm may be mediated by interactions with microtubules and actin filaments. Usually, there is an interaction of the plus ends of centrosome nucleated microtubules centrosome with the cell periphery, close to the plasma membrane, that influences the position of the centrosome. However, when the centrosome is close to the nucleus, it is the influence of the nuclear envelope what keeps the centrosome in a central position. In some eukaryotic cells, there are fibrous proteins known as striated fibers that physically connect centrioles and nuclear envelope. DevelopmentFertilization is the fusion of two cells: one oocyte and one sperm. Only the sperm has centrioles. This centriole first recruits pericentriolar material from the oocyte cytoplasm to form the centrosome. Then, centrosome nucleates and organizes the microtubule system for the movement of the pronuclei (sperm and oocyte nuclei) to find each other and fuse together to form the diploid zygote nucleus. Later, centrosome gets duplicated and the mitotic spindle are built for the first mitotic division. In some species, sperm provides two centrioles, and, curiously enough, in other species like mice there are no centrioles at all after fertilization, neither in the zygote nor in the first blastomeres of the embryo. Bibliography Bornens M. 2012. The centrosome in cells and organisms. Science. 335: 422-426. Gönczy P. 2012. Towards a molecular architecture of centriole assembly. Nature review of molecular and cell biology. 13: 425-535. Carvalho-Santos Z, Azimzadeh J, Pereira-Leal JB, and Bettencourt-Dias M. 2013. Evolution: Tracing the origins of centrioles, cilia, and flagella. Journal of cell biology. 194: 165-175. Avidor-Reiss T, Khire A Fishman EL, Kyoung JH. 2015. Atypical centrioles during sexual reproduction. Frontiers in cell and developmental biology. 3:21. Winey M, O'Toole E. 2015. Centriole structure. Philosophical transactions of the Royal Society of London B biological sciences. 369:1650. Page 24
Microtubules are cytoskeleton components with important functions in cell physiology. The microtubule scaffold of the cytoplasm is highly plastic thanks to the polymerization and depolymerization capacity of microtubules. However, not all cell microtubules are under this shrinking or growing stages. Cilia, flagella and centrioles/basal bodies are cellular structures containing very stable (number and length) and highly organized microtubules. In this page we are dealing with cilia and flagella.
Cilia are thin and long cell protrusions of about 0.25 µm in diameter and about 10 to 15 µm in length, which can be found in animal cells and some unicellular eukaryotic species. They are usually tightly packed at the free surface of epithelial cells (Figures 1 an 2), such as the epithelium of the respiratory tracts, epithelium of reproductive ducts, gills of fish and bivalves, etcetera. Cilia are motile structures and their main function is to move the surrounding liquid, like the mucus of the respiratory tract surface, water around gill epithelium, but also the oocyte in the female Fallopian duct. Many unicellular organisms can move propelled by cilia, and others can use them for generating water swirl for catching food. Embryo nodal cilia have been implicated in initiating the left–right axis during embryonic development of vertebrates. Cilia movement is like beating, which impulses the liquid parallel to the cell surface.
Figure 1. Scanning electron microscopy images showing the central canal of a lamprey spinal cord. Many cilia can be observed (at higher magnification in B) and small microvilli at the apical domain of ependimal cells.
Figure 2. Transmission electron microscopy images of the respiratory epithelium. Cells with clear cytoplasm show many cilia in their apical surface. There are cilia that cannot move, and therefore they are not intended for liquid movement. These cilia are known as primary cilia. Most cells study so far (excepting red blood cells) bear primary cilia: oviduct cells, neurons, chondrocytes, ectoderm cells, mesenchymal cells, urinary epithelial cells, hepatocytes, and even cultured cells. Initially, primary cilia were though as non-functional cilia. However, many receptor types and ion channels were found the ciliary membrane, so they were regarded as cell sensory structures. For example, olfactory receptors are found in cilia of their dendrites, and the external segments of rods and cones of the retin are actually modified cilia. Some receptors are more highly packed in the ciliary membrane than in other plasma membrane domains. In addition, there is a wide variety of molecules in the interior of the cilia involved in signal transduction roles. The higher surface/volume ratio of a cilium makes intraciliary molecular responses more intense and efficient than if it were outside the cilium. Besides chemical signal, primary cilia may detect fluid movement outside the cell and work as mechanoreceptors. 2. FlagellumFlagella are similar to cilia, but they are much longer, about 150 µm long, and slightly thicker. They are quite less numerous than cilia in cells. The main function of flagella is to move the cell. The flagellum movement is different from that of cilium because the movement direction is perpendicular to the cell surface (not parallel), that is, the direction of the longitudinal axis of the flagellum. Flagella can be frequently observed in motile cells like unicellular organisms and sperm. 3. StructureCilia and flagella are complex structures containing more than 250 different proteins. Both share the same central microtubule organization and other associated proteins, altogether known as axoneme, and limited by plasma membrane (Figure 3). Besides axoneme, there are many soluble molecules inside the cilia/flagella constituting the matrix. Axoneme is made up of 9 pairs of microtubules around another central pair of microtubules. This organization can be writen as (9 x 2) + 2. Primary cilia lack central pair of microtubules. Each microtubule of the central pair is made up of 13 protofilaments, but microtubules of the peripheral pairs share some protofilaments between each other. Thus, a peripheral pair is formed by A and B microtubules. The A microtubule contains 13 protofilaments and B microtubule contains 10 or 11 protofilaments, sharing 2 or 3 with A microtubule.
Figure 3. Main molecular components of cilia and flagella. In primary cilia, the central pair is absent. The microtubule organization of the axoneme is the result of a scaffold of proteins. Twelve proteins have already been found as constituents of the axoneme involved in maintaining microtubule organization. The neighbor peripheral microtubule pairs are connected between each other by nexin. In each pair, the A microtubule is connected by protein spokes to a central ring that contains the central pair or microtubules. Dinein is a motor protein associated to the peripheral microtubules involved in the movement of cilia and flagella.
Figure 4. Ultrastructure of a cilium of an ependimal cell of the spinal cord. (9+2)x2 means 9 peripheral pairs and 1 central pair of microtubules. Microtubules are polymerized from basal bodies (Figures 3 and 4). Basal body is made up of 9 triplet microtubules forming a cylinder (similar to centrioles). They lack a central pair of microtubules, so it is (9x3)+0. In each triplet, only one microtubule (A microtubule) has a complete set of protofilaments, whereas B and C microtubules share some of them between each other. From the basal body, A and B microtubules grow and form the peripheral microtubules of the axoneme. Just above the basal body, there is region of the cilia known as transition zone containing the 9 peripheral pairs and no central pair. Immediately after the transition zone, there is the basal plate, from which the central pair of microtubules is polymerized to complete the axoneme. All microtububles have the plus end toward the tip of the cilium/flagellum. The proximal end of the basal body (the inner one, or minus end of microtubules) is anchored to the cell cytoskeleton through long protein fibers called ciliary rootlets Besides axoneme, cilia/flagella have other compartments. The membrane contains many receptors and channels for sensing the environment, specially in primary cilia. The fluid phase of the interior is called matrix, which helps with keeping organized the whole structure and is responsible for transducing the information gathered by membrane receptors. Other distinct areas are the basal body located at the base and the apical part of the cilium/flagellum, which contains proteins that stabilize the plus ends of microbules. 4. Movement
Figure 6. Models for cilium and flagella movement. They generate different fluid movement directions. When cilium/flagellum are mechanically detached from the cell, they keep moving until the ATP store is depleted. It means that the movement mechanism is intrinsic (Figure 6). Actually, the movement is produced by sliding a peripheral pair of microtubules over the neighbor. Nexin and spoke proteins prevent the disorganization of the axoneme, but allow these movements. Dinein is the motor protein responsible for the sliding movement. The energy is provided by ATP. Dineins are anchored with its globular part to the A microtubule of one peripheral pair and with its tail part to the B microtubule of the adjoining pair. The molecular mechanism is similar to that of the cytosolic dineins, but instead of transporting a cargo, it is moving a microtubule. For an efficient movement, a coordination of the dineins of the axoneme is needed. Calcium waves in the interior of the cilia/flagella may coordinate dineins activation and change the movement frequency when needed. It is of notice that not all dineins have to be activated at the same time, but in synchrony. 5. FormationWuring differentiation, cells produce all necessary cilia and flagella for their normal physiology. It means that all of them must be generated from scratch. Axoneme microtubules are nucleated from A and B microtubules of the basal bodies, so one basal body per cilium/flagellum is needed. How multiple basal bodies are formed? There are at least three way of producing basal bodies: a) by using centrioles as templates for nucleating basal bodies; b) from amorphous material known as deuterosome; c) in plants, there are distinct protein aggregates that can nucleate basal bodies. Numerous human pathologies are consequence of cilium/flagella flaws. They are known as ciliopathies, and include random laterality, wrong closure of the neural tube, polydactyly, cystic kidney, liver and pancreas pathologies, retina degeneration, obesity, and cognitive defects. Bibliography Marshall WF, Nonaka S. 2006. Cilia: tuning in to the cell's antenna. Current biology. 16:R604-R614. Satir P, Christensen ST. 2007. Overview of structure and function of mammalian cilia. Annual review of phisiology. 69:377-400. Page 25Los microtúbulos, elementos del citoesqueleto, tienen una función esencial en la fisiología celular. El entramado de microtúbulos que se extiende en el citosol es muy maleable gracias a su capacidad de polimerización y despolimerización, fundamentalmente en su extremo más. Sin embargo, no todos los microtúbulos de la célula están sometidos a esta "inestabilidad dinámica". Existen estructuras celulares en las células animales, en los gametos de algunas especies vegetales y en organismos unicelulares que poseen haces de microtúbulos altamente organizados y muy estables en cuanto a su disposición y longitud: los centriolos, los cilios y los flagelos. En esta sección vamos a estudiar a los cilios y a los flagelos. 1. CiliosLos cilios son expansiones celulares filiformes, de unos 0,25 µm de diámetro y unos 10 a 15 µm de longitud, que aparecen en las células animales y en algunos protozoos. Suelen disponerse densamente empaquetados, a modo de césped, en las superficies libres de numerosas células (Figuras 1 y 2), como las que forman los epitelios de los tractos respiratorios, de los conductos del aparato reproductor femenino de mamíferos o de las branquias de los peces y bivalvos. También aparecen en numerosos protozoos. Son estructuras que pueden moverse y su principal misión es la de desplazar fluidos, como ocurre con el mucus del tracto respiratorio, pero también empujan al óvulo a lo largo de las trompas de Falopio hasta el útero o mueven el agua alrededor de las branquias. Los organismos unicelulares los usan para moverse ellos mismos o para arremolinar el líquido que les rodea y así atraer alimento. Una función del movimiento ciliar descubierta recientemente está implicada con el establecimiento de la lateralidad de determinadas estructuras de los vertebrados durante el desarrollo embrionario. El tipo de movimiento que realizan es de bateo, a modo de látigo, y de manera sincronizada, produciendo una especie de ola que desplaza el fluido en una dirección paralela a la superficie de la célula. Se han observado numerosos cilios, denominados cilios primarios, que no funcionan como estructuras móviles. Prácticamente todos los tejidos animales estudiados, excepto las células sanguíneas, poseen cilios primarios: células de los oviductos, neuronas, cartílago, ectodermo de las extremidades en desarrollo, células mesenquimáticas, ventrículos cerebrales, células epiteliales de los conductos urinarios, conductos pancreáticos, células hepáticas, e incluso células en cultivo. La mayoría de estos cilios no son móviles y se pensó que no eran funcionales. Sin embargo, se observó que la membrana ciliar tenía numerosos receptores y canales iónicos, por lo que se le asignó un papel sensorial. Por ejemplo, los receptores olfativos se encuentran en cilios dendríticos y los segmentos externos de los conos y bastones de la retina son en realidad cilios modificados. Algunos de los receptores están más densamente empaquetados en sus membranas que en el resto de la membrana plasmática de la célula. Además, existen numerosas moléculas en el interior del cilio primario que transducen estas señales. La mayor relación superficie/volumen hace que las respuestas intraciliares sean muy intensas frente a señales externas relativamente débiles. Además de sustancias químicas también pueden detectar movimientos de fluidos circundantes, actuando como mecanorreceptores. 2. FlagelosLos flagelos son similares a los cilios pero mucho más largos, con unas 150 µm de longitud, y un poco más gruesos. Su principal misión es desplazar a la célula. Son mucho menos numerosos que los cilios en las células que los poseen. Su movimiento también es diferente puesto que no desplazan el líquido en una dirección paralela a la superficie de la célula sino en una dirección paralela al propio eje longitudinal del flagelo. Los flagelos son frecuentes en células móviles como ciertos organismos unicelulares y gametos masculinos. 3. EstructuraLos cilios y flagelos son estructuras complejas con más de 250 proteínas diferentes. Ambos contienen una estructura central de microtúbulos y otras proteínas asociadas, denominadas conjuntamente como axonema, rodeado todo ello por membrana celular (Figura 3). En su interior, además del axonema, se encuentran una gran cantidad de moléculas solubles que participan en cascadas de señalización y que forman la denominada matriz. Un axonema consta de 9 pares de microtúbulos exteriores que rodean a un par central. A esta disposición se la conoce como 9x2 + 2. El par central de microtúbulos contiene los 13 protofilamentos típicos, pero las parejas externas comparten protofilamentos. Los cilios primarios carecen de par central. A uno de los microtúbulos de cada par periférico se le denomina túbulo A y al otro túbulo B. El A es un microtúbulo completo mientras que el B contiene sólo 10 u 11 protofilamentos propios y 2 o 3 compartidos con el A. Esta disposición se mantiene gracias a un entramado de conexiones proteicas internas. Al menos doce proteínas diferentes se han encontrado formando parte del axonema, las cuales están implicadas fundamentalmente en mantener la organización de los microtúbulos. Las parejas de microtúbulos externos están conectadas entre sí mediante una proteína denominada nexina. Los túbulos A de cada pareja están conectados por radios proteicos a un anillo central que encierra al par central de microtúbulos. En los microtúbulos externos aparece una proteína motora asociada llamada dineína que está implicada en el movimiento de cilios y flagelos. Los microtúbulos se originan por polimerización a partir de una estructura localizada en el citoplasma celular periférico denominada cuerpo basal (Figuras 3 y 4). La estructura del cuerpo basal es similar a la de los centriolos, es decir, 9 tripletes de microtúbulos que se disponen formando una estructura cilíndrica. Carece del par central (9x3 + 0). En cada triplete sólo uno de los microtúbulos contiene una forma completa y los otros dos comparten protofilamentos. Entre el cuerpo basal y el axonema del cilio existe una zona de transición que posee sólo los 9 dobletes típicos del cilio pero no el par central. éste se formará a partir de una estructura llamada placa basal, localizada entre la zona de transición y el doblete interno. Los microtúbulos tienen sus extremos más localizados en la punta distal de los cilios y flagelos. La parte del cuerpo basal más próxima al interior celular se ancla al citoesqueleto mediante estructuras proteicas denominadas radios ciliares Además del axonema y sus proteínas asociadas se pueden encontrar otros tres compartimentos en los cilios, sobre todo en los cilios primarios. La membrana ciliar que, en los cilios primarios, contiene numerosos receptores y canales, consistente con la función sensorial. Otro compartimento es la matriz, la fase fluida que ocupa el interior ciliar. La matriz, además de ayudar a mantener la estructura del flagelo, también tiene proteínas que transducen la señales generadas en la membrana. Otros dos compartimentos son la base y la parte más distal del cilio. En la base se encuentra el cuerpo basal y complejos proteicos desde los que parten y nuclean los microtúbulos del axonema. En la parte distal se encuentra un entramado proteico complejo donde aparecen proteínas asociadas a los microtúbulos que estabilizan los extremos más. 4. ¿Cómo se produce el movimiento?Cuando los cilios o flagelos se separan artificialmente de las células continúan moviéndose hasta que se les acaban las reservas de ATP. Esto implica que tienen movilidad intrínseca (Figura 6). El movimiento se produce por deslizamientos de unos pares de microtúbulos sobre otros. Las proteínas nexinas y los radios proteicos son los que impiden que el flagelo se desorganice. El movimiento de los microtúbulos está producido por la dineína, un motor molecular, puesto que es donde se produce la hidrólisis de ATP y si se elimina, el movimiento cesa, aún en presencia de ATP. La dineína se ancla con su zona globular al microtúbulo B de una pareja externa y con la zona motora al microtúbulo A del par vecino. El proceso es similar al que se utiliza para el transporte de orgánulos en el citoplasma celular pero en este caso la carga que transporta es otro microtúbulo. Cuando la dineína se activa produce un desplazamiento de un par respecto al otro. Para permitir un movimiento eficiente se necesita una coordinación entre las dineína de los dobletes externos de microtúbulos. El control del movimiento parece depender de las concentraciones de calcio y permite a la célula variar el movimiento de estas estructuras. Una cuestión interesante es que no todas las dineínas se pueden activar a la vez sino de manera sincrónica. 5. Formación de cilios y flagelos. Cuerpos basales.Los cilios y flagelos que tendrá una célula se produce durante la diferenciación celular y por tanto se tienen que formar de nuevo. Los microtúbulos se forman a partir de los microtúbulos que forman el cuerpo basal. Pero entonces, ¿quién forma los cuerpos basales? Inicialmente, uno de los centriolos del centrosoma migra hacia la membrana plasmática, contacta con ella y se inicia la polimerización de los túbulos A y B del axonema. Al final del proceso el centriolo se transforma en cuerpo basal. ¿Cómo aporta la célula suficiente cantidad de centriolos? Existen al menos tres formas de producir centriolos: a) por división de los centriolos gracias a un proceso por el que se forman nuevos centriolos a partir de la pared de centriolos preexistentes; b) por la presencia de deuterosomas, que son estructuras proteicas a partir de las cuales los centriolos pueden formarse independientemente de otros centriolos, lo cual es importante cuando la célula tiene que crear una gran cantidad de cilios; c) las plantas, que carecen de centriolos, realizan un proceso similar al anterior pero con otro tipo de agregados propios de los vegetales. Hay numerosas enfermedades humanas con base en el cilio denominadas ciliopatías. Incluyen aleatoriedad de la lateralidad, anormalidades en el cierre y estructuración del tubo neural, polidactilia, riñón cístico, enfermedades hepáticas y pancreáticas, degeneración retiniana, efectos cognitivos y obesidad. Bibliografía Marshall WF, Nonaka S . Cilia: tuning in to the cell's antenna. Current biology. 2006. 16:R604-R614. Satir P, Christensen ST. Overview of structure and function of mammalian cilia. Annual review of phisiology. 2007. 69:377-400. Page 26
Los centriolos y los cuerpos basales son estructuras formadas por microtúbulos que están presentes en la mayoría de las células eucariotas. Los centriolos forman parte de los centrosomas y los cuerpos basales son parte de los cilios y flagelos. Ambos poseen la misma estructura molecular y son intercambiables en la célula. Es decir, un centriolo puede viajar a la membrana y formar un cilio, y un cuerpo basal puede dirigirse al interior celular y formar un centrosoma. La misión de los centriolos en el centrosoma parece relacionada con la organización del propio centrosoma, mientras que la función de los cuerpos basales es nuclear los microtúbulos que forman el axonema o esqueleto de los cilios y flagelos. Pero tanto centriolos como cuerpos basales tienen otras funciones secundarias asociadas.
En humanos un centriolo maduro, o cuerpo basal, es un cilindro que mide de 150 a 500 nm de altura y unos 250 nm de diámetro. Esto hace al centriolo/cuerpo basal una de las estructuras proteicas más grandes de la célula. La altura es variable y no se sabe todavía cómo se establece. Sus paredes están formadas en la mayoría de los casos por 9 tripletes de microtúbulos dispuestos longitudinalmente. Aunque en ocasiones pueden ser 9 parejas, como ocurre en los embriones de la mosca del vinagre, o incluso 9 microtúbulos simples, como se puede observar en los embriones del nemátodo C. elegans. Los microtúbulos de los centriolos están orientados todos en la misma dirección, sus extremos más están en una parte del cilindro y los menos en la otra, denominados extremos distal y proximal del centriolo/cuerpo basal, respectivamente. En definitiva, el centriolo/cuerpo basal es una estructura también polarizada. De los tres microtúbulos que forman cada triplete sólo el más interno, o microtúbulo A, tiene una estructura de microtúbulo completo con sus 13 protofilamentos, mientras que el B y el C son incompletos, tienen 10 protofilamentos y comparten 3 del A y 3 del B, respectivamente. A la parte distal del centriolo maduro sólo llegan los microtúbulos A y B, mientras que el C es más corto. En el interior del extremo proximal de los centriolos jóvenes existen estructuras proteicas a modo de rueda de carro que permiten la consistencia y organización espacial de los 9 tripletes de microtúbulos (Figura 1).
En los centrosomas hay dos centriolos, uno maduro y otro inmaduro. El centriolo maduro posee unas estructuras proteicas denominados apéndices distales y subdistales. Los apéndices distales están relacionados con al asociación a la membrana plasmática cuando los centriolos maduros migran a sus proximidades para generar los cuerpos basales que formarán los cilios. Los apéndices subdistales se encargan de anclar microtúbulos. Los cuerpos basales también poseen apéndices en su extremo distal denominados pies basales y fibras conectoras o de transición, homólogas a los cuerpos distales y subdistales de los centriolos, y en su extremo basal muestran las raíces ciliares estriadas. Los apéndices ayudan al anclaje del cuerpo basal en la membrana plasmática, mientras que las raíces estriadas localizan al cilio respecto a la estructura celular.
Dentro de un mismo organismo puede haber células con distinto número de centriolos y de cuerpos basales. Mientras que la mayoría de las células animales tienen una pareja de centriolos formando parte del centrosoma y otro como parte de un cilio, las células ciliadas de la tráquea pueden tener cientos de cuerpos basales, porque tienen cientos de cilios. Otros, como las gimnospermas, han perdido la capacidad de sintetizar ambos. Incluso en algunas especies, en el mismo organismo hay células con centriolos y otras sin ellos. Por ejemplo, los ovocitos de los mamíferos y las células musculares esqueléticas carecen de centriolos.
Para la mayoría de las células animales tener un número adecuado de centriolos en el citosol es crucial durante la división celular. Si hay sólo una pareja se producen husos mitóticos monopolares y la división celular se detiene, y si hay más de dos parejas de centriolos se forman husos mitóticos multipolares con el consiguiente reparto desigual del material genético, lo que puede provocar la muerte o funcionamiento celular anormal. Antes de la división celular se tienen que deshacer todos los cuerpos basales que forman los cilios y flagelos. Cada uno de los dos centriolos se usará como plataforma para crear uno nuevo. Habrá dos parejas que formarán los dos polos del huso, y cuando se reparta el citoplasma durante la citocinesis cada célula hija recibirá una pareja de ccentriolos. En la fase G1 y S, entre los dos centriolos del centrosoma existen unas proteínas de conexión que mantienen a ambos centriolos unidos por su extremos proximales. Tras la formación de los dos nuevos centriolos, estas fibras tienen que romperse en fase G2 para que cada pareja pueda viajar de manera independiente.
Existen dos formas de producir centriolos y cuerpos basales. La forma más común es a partir de un centriolo/cuerpo basal preexistenteque hace de plataforma para la formación de uno nuevo. Por ejemplo, el espermatozoide suele aportar el primer centriolo del futuro animal. Otra manera es producir centriolos/cuerpos basales de nuevo, sin la participación de otro previo. Esto ocurre en aquellas células carecen de ellos o en aquellas que necesitan producir muchos cuerpos basales en poco tiempo. Por ejemplo, los embriones de ratones se desarrollan hasta el estado de 64 células sin poseerlos. Del mismo modo, las células epiteliales multiciliadas necesitan crear muchos cuerpos basales para generar cilios de forma rápida. En estos dos casos, los centriolos/cuerpos basales se forman a partir de agregados de material de naturaleza desconocida denominados deuterosomas.
En los centrosomas la formación de un nuevo centriolo, o procentriolo, ocurre en el extremo proximal (extremos menos de los microtúbulos) de otro centriolo preexistente. Lo primero que se aprecia es la formación de una estructura proteica en forma rueda de carro (Figura 2). Esta rueda de carro de 9 radios es dependiente de la proteína Plk4, SAS-6 y STIL, entre otras. En esta estructura se forma el microtúbulo A, el cual crece desde un anillo de γ-tubulina. Mientras que los túbulos B y C utilizan al microtúbulo A como plantilla para polimerizar y necesitan la presencia de tubulina ε y δ. Por ejemplo, si falta la tubulina δ no se forma el microtúbulo C del triplete. La rueda de carro desaparece durante la fase G1, una vez que los centriolos han madurado. No se sabe cómo se establece la longitud de los centriolos pero sí que sólo el procentriolo o centriolo inmaduro es capaz de aumentar su longitud. La elongación de los centriolos no maduros ocurre durante la fase G2. Éstos alcanzan la madurez una vez que adquieren los apéndices distales y subdistales y alcanzan la longitud apropiada.
Una vez formados, los centriolos/cuerpos basales son estructuras muy estables. Esto es porque sus microtúbulos no intercambian dímeros de tubulina con el citoplasma, puesto que los dímeros están acetilados o poliglutamilados, además de tener otras modificaciones. Existen también conexiones proteicas entre los tripletes de microtúbulos que estabilizan la estructura. En el caso de los cuerpos basales, los microtúbulos A y B de cada triplete seguirán creciendo para formar el axonema. Este crecimiento se produce gracias al transporte intraflagelar de moléculas entre los extremos distales y proximales del cilio o flagelo.
Los centrosomas son los principales responsables de la nucleación de microtúbulos citosólicos en las células animales. Un centrosoma está formado por una pareja de centriolos y por una nube de moléculas alrededor llamada material pericentriolar. Los centriolos parecen ser los responsables de formar los centrosomas, puesto que reclutan las moléculas que forman el material pericentriolar. los anillos de γ-tubulina que hay en la matriz prericentriolar son los verdaderos nucleadores de microtúbulos. Tanto centriolos como el material pericentriolar juegan un papel crucial durante la división celular de las células animales, puesto que son los encargados de formar el huso mitótico. En algunas células diferenciadas, sin embargo, el centrosoma no es el principal centro nucleador de microtúbulos, como es el caso de las células epiteliales, musculares y neuronas. Además, los centrosomas, como tales, no están presentes en la mayoría de las las células vegetales y levaduras. En las células vegetales el huso mitótico se forma en ausencia de centriolos.
Los cilios se forman a partir de los cuerpos basales por elongación mediante polimerización de los microtúbulos A y B de cada uno de los tripletes. Cuando una célula termina la división celular, el centriolo más viejo suele migrar a la membrana plasmática y se convierte en cuerpo basal para formar un cilio. En las células ciliadas de la tráquea, oviducto o epéndimo, donde puede haber cientos de cilios en sus superficies libres, los cuerpos basales se forman de nuevo de manera independiente y migran hacia la superficie celular para formar dichos cilios. La actina y los microtúbulos son importantes para el atraque de los cuerpos basales en la membrana celular. La presencia de cilios es incompatible con la división celular, de modo que cuando una célula se va a dividir el cilio desaparece. Esto podría ser para que los cuerpos basales no interfieran con los centriolos en la formación del uso mitótico.
Las divisiones asimétricas son aquellas en las que hay un reparto desigual de componentes entre las dos células hijas. Aunque los centriolos no parecen imprescindibles para la división celular, parecen ser necesarios para las divisiones asimétricas puesto que contribuirían a una orientación adecuada del huso mitótico. Otra forma de crear asimetría parece depender de qué célula se lleve el centriolo más viejo. Éste parece rodearse de moléculas que son ligeramente diferentes a las que rodean al centriolo más joven, lo sirve para segregar en las células hijas diferentes moléculas asociadas a la matriz pericentriolar de uno u otro centriolo, como ARN mensajero o factores de transcripción. Se ha comprobado que la célula que capta el centrosoma con el centriolo más viejo desarrolla primero el cilio y responde antes a señales del medio, pudiendo generar un comportamiento celular diferente.
La localización de los centriolos en el citosol, formando parte de los centrosomas, es importante para mantener la organización de muchas células, o para permitir su desplazamiento puesto que ayudan a crear una diferenciación entre el frente de avance y la parte trasera de la célula. Por ejemplo, en los astrocitos el aparato de Golgi se orienta hacia el frente de avance gracias a la acción del centrosoma, mientras que en los fibroblastos el núcleo se localiza en la parte más caudal, también gracias al centrosoma.
La posición de los centriolos, y por ello del centrosoma, en una zona determinada de la célula animal parece depender de la interacción entre microtúbulos y filamentos de actina. Normalmente, la posición del centrosoma se debe a la interacción de los microtúbulos generados desde él mismo con la corteza de actina de las proximidades de la membrana plasmática. Sin embargo, cuando el centrosoma se encuentra próximo al núcleo es debido a la interacción con proteínas de la envuelta nuclear que anclan al centrosoma en esa posición. En algunos eucariotas esta relación centrosoma envuelta nuclear está mediada por fibras proteicas relacionadas con los centriolos denominadas fibras estriadas, que unen ambas estructuras celulares.
La fecundación supone la fusión de dos células de las cuales sólo el espermatozoide tiene centriolo, resultante del cuerpo basal del flagelo. Este centriolo será el encargado primero de reclutar material pericentriolar que se encuentra en el óvulo. El centrosoma recién formado se encargará ya de nuclear y organizar el sistema de microtúbulos necesario para la migración y fusión de los dos pronúcleos, que son los núcleos haploides de los dos gametos, y posteriormente se dividirá y generará el huso mitótico que llevará a cabo la primera división celular. En algunas especies el espermatozoide puede aportar dos centriolos y, curiosamente, en otras como en el ratón, no se han encontrado centriolos en los zigotos, ni en las células somáticas de los primeros estadios del desarrollo embrionario temprano.
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What are the 4 membrane models?
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